Bioquímica para Identificar Vacunas y Tratamientos de Infecciones Urinarias, Resúmenes de Patología Quírurgica

¡Descarga Bioquímica para Identificar Vacunas y Tratamientos de Infecciones Urinarias y más Resúmenes en PDF de Patología Quírurgica solo en Docsity! TEMA 1.3. PRUEBAS BIOQUÍMICAS DE IDENTIFICACIÓN Vacunas y tratamientos para infecciones urinarias  1-3 infecciones urinarias en 12 meses o >2 en 6 meses  infección urinaria recurrente  hay estudios para hacer vacunas y administrar a estas personas una cepa inactivada de E. coli OM89 (uropatógeno) unida a un soporte. Cuando se administra por vía oral se ha visto que en algunos estudios sí que había un gran efecto beneficioso con una respuesta de anticuerpos de IgG e IgA que sobre la mucosa de la vejiga urinaria. También hay vacunas con fimbrias de tipo I que hacen que E. Coli no se pueda agarrar bien al epitelio urinario, inhibiendo la implantación de la misma.  Además de estas dos vacunas genéricas hay autovacunas que se hacen con microorganismos que se obtienen de pacientes con infección urinaria, aislada del propio paciente. E. coli es frecuente pero hay otras enterobacterias o bacterias de la vagina que también se están mirando.  Hay unas cápsulas que proporcionan un pH ácido a la orina que es nocivo para E. Coli, siendo un ecosistema adverso para ella y por tanto no crece.  También existe la profilaxis, para personas con algún factor predisponente a tener infecciones urinarias recurrentes (menopausia por cambio hormonal, personas con reflujo vesicoureteral, personas que han tenido algún sondaje o algún tipo de instrumentación que favorece la infección, relaciones sexuales…) que consiste en administrar antibióticos pero no como tratamiento, sino en pequeña cantidad de forma continua o discontinua. Así se minimiza la aparición de mutantes resistentes porque son dosis muy pequeñas y no se seleccionan estas cepas, hay menos efectos secundarios… Existe la profilaxis post- coito, tomando una dosis de antibiótico no para inhibir a la bacteria sino para crear un ambiente para que no se llegue a dar la infección (menor concentración de la necesaria para matar a la bacteria. No se quiere matar sino crear las condiciones para que no pueda tener éxito infectando). Pruebas de identificación Si hay >=3 tipos de colonias se descarta la muestra, está contaminada. Si hay solo 1 sigo. En nuestro caso hemos usado un asa de siembra desechable, 1/1000 mL (los del otro grupo usaron una 1/400). No hay que dar una cifra exacta, solo mirar que sea >105 ufc/mL (contar en el caso de 1/1000 al menos 100 colonias). Si son amarillas y cambia de color también el medio de cultivo es que son lactosa +. Después hacemos la tinción de gram: cogemos una gota de agua y hacemos la tinción igual que el otro día. Vemos bacilos gram- o cocos gram+, que son los que producen infecciones urinarias. Si vemos bacilos gram- hacemos la prueba de la oxidasa y si vemos cocos gram+ hacemos la prueba de la catalasa. Prueba de la oxidasa: tira con una zona más clara y otra más oscura. Utilizamos esta última para hacer la prueba que es donde está el reactivo, pinchando una colonia con el asa de siembra y restregándolo ahí. Es para ver si la bacteria tiene en su CTE la citocromo oxidasa. Si es positiva el reactivo se queda violeta, si es negativo no cambia. Cogemos la colonia con el asa, un palillo o una pipeta pasteur de vidrio. Prueba de la catalasa: consiste en poner una gota de agua oxigenada en el porta. Se pone el microorganismo con el asa flameada y fría. Si aparecen burbujas es porque la catalasa disocia el agua oxigenada. 1 Un bacilo gram- oxidasa- que no es anaerobio estricto (ha crecido con O2) sabemos que es una enterobacteria. Vamos a hacerlo crecer en diversos medios: Kligler (TSI, agar inclinado), urea (ureasa, agar inclinado), movilidad/manitol (picadura), citrato (agar inclinado), indol (líquido) y lisina descarboxilasa+parafina (líquido). Si es bacino gram- oxidasa+ hay que descartar que sea una enterobacteria y seguramente será una Pseudomonas Aeroginosa (BGNNF), que es aerobia estricta y vamos a ponerla solo en Kligler. BACILOS GRAM- OXIDASA- Medio kligler o TSI  El medio Kligler contiene 0,1% de glucosa y 1% de lactosa. EI TSI, además, 1% de sacarosa.  Fermentacion ácida: viraje del medio a amarillo.  Formación de gas.  Produccion de SH2 (solo en medio ácido). Se coge una colonia con el asa y se siembra haciendo estrías en el área inclinada. Luego se pincha hasta el fondo sin coger bacterias de nuevo. Se usa mucho para bacilos gram- y especialmente para las enterobacterias. Este medio permite la diferenciación con los bacilos gram- no fermentantes. La enterobacteria va a consumir la glucosa, el pH cambia y todo el tubo se vuelve amarillo. Hay muy poca glucosa, por lo que en las 24h de incubación en seguida se consume la glucosa y necesita otra fuente de nutrientes. Utiliza la lactosa que es más difícil porque es un disacárido, pero si tiene la enzima correspondiente la puede dividir en glucosa y galactosa y sigue produciendo el ambiente ácido, quedando el tubo totalmente amarillo, indicando que la bacteria ha consumido tanto la glucosa como la lactosa. El consumo de lactosa no es algo universal para todas las bacterias. Las enterobacterias que no pueden consumir lactosa consumen otro componente del medio, la peptona, liberando radicales alcalinos (radicales amonio) que contrarrestan los radicales ácidos de la parte de la lengüeta pero no los del fondo del tubo. En la lengüeta la bacteria respira y utiliza la lactosa y vuelve a aparecer el color rojo. Abajo la glucosa se fermenta, son mucho más fuertes los radicales ácidos y no se contrarrestan con los radicales alcalinos cuando se consumen las peptonas del medio. Podemos ver si en el curso de este metabolismo se ha producido o no gas si aparecen burbujas, se rompe el medio… También podemos ver si se produce sulfhídrico a partir de unas sales de azufre que hay en el medio. El sulfhídrico es un gas que no se puede detectar pero hay unas sales de Fe en el medio que se une a él y se forma sulfuro de Fe en la parte inferior del tubo, que es la parte más ácida al usar los CH por vía fermentativa, siendo un precipitado negro. 1) Es amarillo entero por lo que fermenta glucosa y lactosa, produce gas y no SH2. 2) Fermenta glucosa pero no lactosa, usa peptona que contrarresta la acidez de la parte oxidativa de la glucosa al principio de la incubación. 3) Se forma sulfhídrico. Eso siempre en ambiente ácido, por lo que aunque no se vea amarillo es lactosa+. No es glucosa+ porque no se ve amarillo arriba. 2 COCOS GRAM+ CATALASA- Bilis esculina  Bilis + esculina + sales de hierro.  Enterococcus  Bilis-esculina y ClNa  E. faecalis: B/E +, ClNa + Si la bacteria puede crecer en presencia de bilis y metabolizar la esculina forma un complejo con las sales de Fe de color negro. Se inocula después en un tubo negro con 6,5% de NaCl (altísimo, normalmente es 0,5%). Si al día siguiente aparece de color amarillo es que puede crecer en presencia de NaCl. Si pasa de negro a amarillo es bilis+ esculina+ y es un Enterococcus fetal COCOS GRAM+ CATALASA+ Coagulasa Inocular el coco gram+ calatasa+ en un tubo que contiene plasma. Si al día siguiente hay coagulo es coagulasa+, que es la que tiene el mayor potencial patógeno. DNAsa La prueba de la DNAsa es igual. Se hace en una placa, se pone un botón de microorganismo, se deja crecer y al día siguiente se trata con clorhídrico I normal. Si hay DNAsa, se rompe las cadenas de DNA que hay a su alrededor. Al revelar con clorhídrico I normal las cadenas de DNA intactas precipitan y producen una opacidad en el medio. Si hay DNAsa las hebras que han sido cortadas se han desdoblado, no precipitan y queda una zona transparente alrededor del botón o la estría. Se pueden poner en una placa hasta 4 botones de tamaño de 1 céntimo.  Fundamento: el S. aureus produce una DNAsa termoestable que hidroliza el DNA. La produccion de DNAsa puede determinarse incorporando DNA en agar nutritivo.  Procedimiento: se inocula el microorganismo en manchas densas sobre agar DNA y después de 18-20h de incubación se revela con HCl al 1%, que precipita el DNA nativo del medio.  Interpretación: colonias rodeadas por una zona clara donde el ADN ha sido despolimerizado e hidrolizado  prueba positiva.  Coagulasa/DNAsa+: Staphylococccus aureus  Coagulasa/DNAasa-: S. epidermidis y S. saprophyticus. Staphilococus: inhibición con un disco de novobiocina  Staphilococcus aureus sensible  Staphilococcus epidermis sensible. 5  Staphilococcus sparophyticus resistente. Los sensibles crean un halo alrededor del antibiótico y los resistentes no. En vez de sembrar toda la placa podemos hacer solo una zona con estrías muy juntas y poner un disco. Se pueden hacer hasta 4 en la misma placa. Identificación API 20 E (enterobacterias) Sistema miniaturizado en el que hay una serie de microtubos, con una parte tubular y una cúpula. El sustrato está en la parte de abajo. Se rellenan con un inoculo (bacteria a identificar, hacemos una suspensión en lÍquido). La API 20E es una prueba para enterobacterias, cada microorganismo usa un tipo de metabolitos, hay tiras comerciales para cada uno. Las placas no se suelen tirar por si se contaminan, no crecen… ver qué ha pasado. No se vuelve a incubar para que no sigan creciendo, se ponen delante de nuestro sitio. Además mañana tenemos que partir de la placa que usemos para la identificación. Hacemos una suspensión de una colonia en agua destilada o solución salina. Con una pipeta pasteur y un chupete lo apoyamos en una esquina y por capilaridad vamos rellenando cada uno de los tubos. Los que tienen como una rayita debajo es que cuando rellenamos el inoculo ponemos parafina para sellar el inoculo, formando un menisco plano o convexo, no cóncavo. Con la parafina y una pipeta estéril. Los que están en cuadrículos se llena todo el inoculo, tanto la parte tubular como la cúpula, hasta que se queda el menisco plano o convexo, no cóncavo. Después alguno de los tubos hay que revelarlo. Se identifica y se ve qué microorganismo es. Se pone en una plataforma que añadimos agua (para que no se evapore el inoculo durante la incubación) y la tapamos. Según el color son + o –. Una vez que se han incubado hacemos la lectura agrupando de 3 en 3. Hacemos la lectura por cambios de color. Si la primera prueba del trío es positiva se da 1 y si no 0. Si la segunda es positiva se da el valor 2 y si es negativa 0. Si la tercera es positiva se da el valor 4 (CUATRO) y si no es 0. Se suman los 3 números y se pone abajo. La prueba 21 es la oxidasa. En las enterobacterias es siempre (-). Como son 21  21/3 = 7 números  base de datos. Una parte donde hay 7 tubitos que son pruebas bioquímicas como las anteriores. Luego hay otros tubos que son pruebas de asimilación, viendo si las bacterias pueden crecer en presencia de ciertos sustratos 6 viendo si está turbio (no se ven las líneas marrones, es positiva) o no (se ven las líneas marrones, negativo). Se inocula igual. Se incuba a 30ºC en lugar de a 37ºC durante 24h. Se leen igual de 3 en 3 con esos mismos números y con el 21 de la oxidasa. 7