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Gestión De Residuos Sanitarios

Recogida de

muestras

TCAE – RESUMEN 22

“A LA POSTRE, EL ENGAÑO RESULTA SER UN HUMILDE PARÁSITO DE LA INGENUIDAD”

• 1. RECOGIDA DE MUESTRAS. NORMAS BÁSICAS GENERALES
• 1.1. VOLANTE DE PETICIÓN
• 1.2. OBTENCIÓN Y RECOGIDA DE LA MUESTRA
• 1.3. TRANSPORTE
• 2. PRINCIPALES MUESTRAS
• 2.1. EXTRACCIÓN DE SANGRE PARA HEMOCULTIVOS
• 2.2. MUESTRAS DE ORINA
• 2.3. TRACTO GASTROINTESTINAL
• 2.4. TRACTO RESPIRATORIO
• 2.5. LÍQUIDO CEFALORRAQUIDEO
• 2.6. LÍQUIDOS ORGÁNICOS
• 2.7. MUESTRAS DEL TRACTO GENITO-URINARIO
• 2.8. EXUDADOS OCULARES
• 2.9. EXUDADOS ÓTICOS
• 2. 10. PIEL, TEJIDOS BLANDOS Y ANEJOS CUTÁNEOS
• 2.11. CATÉTERES Y DRENAJES
• 2.12. MUESTRAS ODONTOLÓGICAS
• 2.13. BIOPSIAS
• 2.14. NECROPSIAS
• 2.15. CUADROS RESUMEN E INFOGRAFIAS
• 3. GESTIÓN DE RESIDUOS SANITARIOS
• 3.1. CLASIFICACIÓN Y SEGREGACIÓN DE LOS RESIDUOS SANITARIOS
• 3.2. CIRCUITO DE ACTUACIÓN Y ACTIVIDADES
• 3.3. PUNTOS RELEVANTES. RESIDUOS SANITARIOS NO PELIGROSOS.
• 3.4. PUNTOS RELEVANTES. RESIDUOS SANITARIOS PELIGROSOS
• 3.5. NORMAS GENERALES DE PROTECCIÓN.
• 3.6. DOCUMENTACIÓN
• 3.7. IDENTIFICACIÓN DE RESPONSABILIDADES
• 3.8. PLANES DE CONTINGENCIA: ACTUACIÓN FRENTE A ACCIDENTES
• 3.9. LEGISLACIÓN Y NORMATIVA APLICABLE.
• 3.10. GESTIÓN DE RESIDUOS POR COVID-
• TEST RECOGIDA DE MUESTRAS
• PLANTILLA PARA RESPUESTAS DEL ALUMNO
• PLANTILLA CON RESPUESTAS CORRECTORAS

1.3. TRANSPORTE

• Todas las muestras deberían enviarse rápidamente al laboratorio para que fueran procesadas antes de las dos primeras horas desde su recogida. Esta situación es vital en el caso de los LCR en meningitis agudas.
• La mayoría de las bacterias resisten bien las temperaturas bajas, por lo que las muestras pueden mantenerse unas horas en nevera, EXCEPTO: LCR, Exudados, Heces y muestras para cultivo de Anaerobios.
• En todos los casos los contenedores de las muestras deben estar perfectamente cerrados e identificados con los datos de la muestra, persona a quien pertenece, servicio solicitante y receptor.
• Cuando la viabilidad de las bacterias es muy baja o la posibilidad de desecación de la muestra es grande, se usarán medios de transporte. Estos medios pueden ser para bacterias aerobias o anaerobias, y aunque pueden conseguir supervivencias de hasta 24 horas a temperatura ambiente, deben enviarse también lo más rápidamente posible al laboratorio.
• La agitación y exposición a luz de las muestras debe evitarse siempre que sea posible.
• Los recipientes primarios se colocarán en posición vertical. RECIPIENTES MÁS UTILIZADOS SISTEMA DE TRANSPORTE MÁS UTILIZADO En los grandes hospitales las muestras suelen ser transportadas mediante un sistema de tubos neumáticos. Estos tubos conforman unos compartimentos de plástico que van forrados con gomaespuma para proteger los recipientes que contienen las nuestras. Estas se desplazan a lo largo del complejo sistema de tubos desde las diferentes secciones hasta el laboratorio.

2. PRINCIPALES MUESTRAS

2.1. EXTRACCIÓN DE SANGRE PARA HEMOCULTIVOS

MATERIAL NECESARIO : Reunir todo el material necesario antes de iniciar el procedimiento:

• Frascos de hemocultivos (aerobio y anaerobio) - Compresor de goma - Jeringas y agujas de punción IV Recipientes primarios : Son contenedores adecuados donde se deposita y transporta la muestra: suelen ser de Polipropileno o polietileno. Deben ser estancos y estar correctamente identificados. Recipientes Secundarios : Son contenedores que permiten transportar uno o varios recipientes primarios; son conocidos también como embalaje secundario. Tiene que ser estancos y llevar material absorbente. Deben de ir correctamente identificados y etiquetados. Recipientes terciarios : Son contenedores que permiten transportar uno o más recipientes secundarios, son conocidos como embalaje terciario. Tienen que ser resistentes a roturas y golpes.

• Gasas estériles
• Guantes estériles y no estériles
• Mascarilla
• Paño estéril
  • Alcohol isopropílico al 70%
  • Clorhexidina alcohólica (clorhexidina al 2% en alcohol isopropílico al 70%)

TOMA DE HEMOCULTIVOS

Preparación del personal : Realizar lavado de manos con agua y jabón. Utilizar guantes limpios. No es necesario que sean estériles. Preparación de los frascos: Levantar la lengüeta de los frascos y desinfectar los tapones de goma con alcohol etílico o isopropílico al 70%, o clorhexidina alcohólica. Dejar secar al menos 30 seg. Eliminar cualquier gota de desinfectante residual del tapón con una gasa estéril antes de la inoculación de la sangre si fuese necesario. Preparación de la piel y extracción de la sangre del paciente:

• Aplicar un torniquete. Localizar por palpación la vena que se va a puncionar. Debe utilizarse una vena distinta para cada extracción. Cuando no haya venas accesibles puede realizarse la extracción de sangre arterial.
• Aplicar frotando clorhexidina alcohólica o una solución yodada y dejar secar al menos 30 seg, respetando el tiempo de secado. En pacientes con hipersensibilidad al yodo, realizar la desinfección con alcohol 2 veces consecutivas.
• Quitar los guantes, higienizar las manos con solución alcohólica y vestir los guantes estériles. Crear campo estéril.
• Extraer la sangre de forma aséptica sin tocar el campo desinfectado, evitando hablar y toser sobre el mismo o utilizando mascarillas. Con una técnica aséptica correcta, el número de hemocultivos contaminados obtenidos por venopunción no debe exceder del 3%
• Usar una aguja para cada venopunción. No debe ponerse material no estéril sobre la aguja al sacarla de la vena. Utilizar para ello una gasa estéril. Inoculación de los frascos y transporte:
• Inocular los frascos rápidamente para evitar la coagulación de la sangre, en posición vertical, comenzando por el frasco anaerobio. (En caso de extracción con palomilla será, al contrario)
• Invertir varias veces los frascos para que la sangre se mezcle con el medio de cultivo.
• Identificar debidamente los frascos y enviarlos lo antes posible al laboratorio (máximo 18 h en casos justificados). Hasta su envío, mantener los hemocultivos a temperatura ambiente. Nunca deben refrigerarse. No cubrir los códigos de barras de los frascos. Número de hemocultivos y volumen de sangre.
• En general se extraerán 2 hemocultivos el mismo día, una extracción de cada brazo a ser posible. Se tomarán muestras simultaneas en un intervalo de tiempo de 10-30 min de cada brazo o si es del mismo, de lugares de venopunción diferentes, lo antes posible tras la aparición de los síntomas y antes de iniciar tratamiento antibiótico.
• En cada hemocultivo o extracción se inoculan dos frascos: uno aerobio (tapón verde) y otro anaerobio (tapón naranja).
• Volumen de sangre: en cada hemocultivo se extraerán en general de 10 a 20 ml de sangre (5 a 10 ml por frasco). En caso de niños el volumen será de 1-4 ml por frasco
• En endocarditis, otras infecciones intravasculares y otros casos de bacteriemia continua pueden extraerse un máximo de 3 hemocultivos repartidos en 24 h con el volumen máximo.

Un hemocultivo se define

como un volumen de

sangre obtenido

asépticamente,

preferiblemente mediante

venopunción, inoculado en

una o más botellas con

caldo de cultivo.

1. Lavado cuidadoso de los genitales y área perineal igual que en los adultos.
2. Colocar la bolsa de plástico o el colector. 3. Vigilar la bolsa cada 15 minutos y tan pronto como el niño haya orinado, deben retirarse y enviarse al laboratorio para su procesamiento.
3. Si la micción no se ha realizado, se cambiará cada 30 min, se repite la operación colocando una nueva bolsa. VOLUMEN MÍNIMO DE LA MUESTRA. En el laboratorio se supone que la cantidad minina es 10 ml sea para lo que sea. DETERMINACIÓN VOLUMEN (ml) COMENTARIOS BACTERIAS 0.5- 1 Primera orina de la mañana HONGOS >20 Primera orina de la mañana MICOBACTERIAS >20 Primera orina de la mañana 3 días consecutivos ANAEROBIOS 1 Aspirado suprapúbico, enviar en sistema de transporte de anaerobios PARÁSITOS >100 Orina del mediodía, tras realizar breve ejercicio TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN La orina debe llegar al laboratorio en el plazo de una hora. Cuando esto no sea posible debe refrigerarse a 4ºC durante un tiempo máximo de 24 horas. El laboratorio debe controlar el transporte, garantizándose el que las muestras han sido refrigeradas desde el momento de su toma, siendo admisible, si no puede garantizarse el transporte correcto, la utilización de algún conservante (ácido bórico al 2% o el sistema comercial con bórico-formiato). OBSERVACIONES

• En pacientes ingresados con imposibilidad de recoger la muestra por sí mismos, se realizará sondaje vesical por personal sanitario experto con las medidas asépticas oportunas.
• Para la investigación de anaerobios es necesario que la orina se obtenga por punción suprapúbica. Para la búsqueda de micobacterias, la orina se recoge de la forma descrita anteriormente durante tres días consecutivos. En este caso el volumen de orina debe ser 100- 150ml. y se elegirá preferentemente la primera micción de la mañana. Cuando se sospecha la presencia de hongos el volumen será superior a 20ml. y en el caso de parásitos se recogerán al menos 100 mL. B) ORINA VESICAL Es la orina obtenida por punción suprapúbica o por cistoscopia. La punción suprapúbica requiere un buen conocimiento de la técnica y de las precauciones que hay que adoptar, con rigurosa asepsia, descartando problemas de hemostasia y con la vejiga palpable y previa desinfección y anestesia local; se puncionará ésta a 1.5cm. de la sínfisis pubiana, en la línea media, estando el paciente en decúbito supino, con una jeringa de 10ml. y con aguja larga (calibre 19) se aspira el contenido vesical. Colocar la muestra en un frasco estéril (lo antes posible en la misma jeringa de la extracción, tras expulsar el aire de su interior y con la aguja pinchada en un tapón de goma estéril, indicando en volante adjunto, procedencia de la muestra o técnica empleada para su recogida (dato importante a la hora de valorar el recuento de colonias). Indicaciones: evidencia clínica del cuadro urinario con recuentos bajos o nulos, neonatos y lactantes, cateterización contraindicada o dificultosa, búsqueda de anaerobios y urocultivos repetidos con dos o más bacterias. C) ORINA DE PACIENTES CON CATETER PERMANENTE MATERIAL NECESARIO
• Gasas.
• Alcohol 70ª o solución yodada.

• Jeringa o aguja estéril.
• Recipiente estéril. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA
• Pinzar el catéter durante unos minutos
• Se limpiará el catéter con una gasa humedecida en alcohol o solución yodada.
• Dejamos secar unos minutos.
• Pinchar directamente con la aguja el catéter, por la zona desinfectada, aspirando 10 ml de orina TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN Puede enviarse en la jeringa o pasar la orina a un recipiente estéril. Si no puede llevarse al laboratorio inmediatamente, se debe refrigerar a 4ºC o utilizar tubos con conservante (ácido bórico al 2%).

ORINA DE 24 Y 12 HORAS

El objetivo de esta recogida durante 12-24 horas es el análisis cuantitativo y la realización de pruebas funcionales. Se debe medir la cantidad total de orina recolectada, enviando al laboratorio dicho dato, junto con una muestra de orina total (después de mezclar la orina recogida de todas las micciones en el periodo indicado). Todas las muestras se deben guardar en el frigorífico hasta que se envíen al laboratorio.

2.3. TRACTO GASTROINTESTINAL

HECES

MATERIAL NECESARIO

• Recipiente de boca ancha para recoger las heces, tipo orinal, bacinilla o cuña. No es necesario que esté estéril, sólo es preciso que esté limpio. No contendrá restos de jabones, detergentes, desinfectantes o iones metálicos.
• Recipiente estéril de boca ancha y cierre hermético para enviar la muestra.
• Espátulas, cucharillas o depresores. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA
• Se toma una porción del recipiente donde hayan sido emitidas y se transfieren al recipiente estéril para el envío al laboratorio. Se deben seleccionar aquellas zonas donde haya sangre, moco o pus.
• No son válidas las muestras contaminadas con orina. No debe utilizarse para la recogida papel higiénico porque suele contener sales de bario que inhiben algunas bacterias enteropatógenas. VOLUMEN MÍNIMO
• Heces formadas o pastosas: para cultivo 1-2 g; para detección de rotavirus/adenovirus añadir de 2 a 4 g más (muestras del tamaño de una nuez son adecuadas pues permiten realizar todos los estudios necesarios).
• Heces líquidas: entre 5 y 10 ml. ORINA DE 24 HORAS: El paciente debe desechar la primera orina de la mañana, y a partir de ese momento recogerá toda la orina hasta la primera micción de la mañana siguiente incluida. ORINA DE 12 HORAS: Se inicia la recogida a las 8 de la tarde del día indicado y posteriormente se ira recogiendo la orina hasta las ocho de la mañana del día siguiente.

MUESTRAS DIGESTIVAS ALTAS

A) ASPIRADOS: Lavado gástrico, aspirado duodenal. MATERIAL NECESARIO

• Tubo de lavado gástrico.
• Recipientes estériles de boca ancha, tubo de tapón de rosca, tubo de vacío.
• Contenedor especial con líquido conservante para parásitos. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA
• Lavado gástrico: (ver toma de muestra para estudio de micobacterias).
• Aspirado duodenal: para la búsqueda de Giardia intestinalis, Strongyloides stercoralis, Ascaris lumbricoides. Introducir el tubo a través de la boca hasta alcanzar el duodeno y aspirar (para la búsqueda de G. intestinalis es necesario llegar a la tercera porción del duodeno). Como método alternativo, existe la posibilidad de la cápsula duodenal. El cultivo bacteriológico del aspirado duodenal sólo tiene interés para detección de sobrecrecimiento bacteriano. VOLUMEN MÍNIMO : De 0.5 a 3ml en el aspirado duodenal. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN
• En un recipiente estéril de boca ancha, tubo de vacío o tubo de tapón de rosca, si se envía y procesa rápidamente.
• Si hay demora en el transporte o procesamiento, se deberá enviar en un contenedor con líquido conservante para parásitos.
• Mantener las muestras a temperatura ambiente, de lo contrario refrigerar a 4ºC hasta 24 h B) BIOPSIA Y MUESTRAS OBTENIDAS POR ENDOSCOPIAS INDICACIONES
• Biopsia gástrica/duodenal: para cultivo de Helicobacter pylori.
• Biopsia de intestino delgado: para cultivo habitual de enteropatógenos o para detección de G. intestinalis, Cryptosporidium, Microsporidium. MATERIAL NECESARIO
• Endoscopio y material complementario.
• Tubos estériles de tapón de rosca.
• Contenedor especial con líquido conservante para parásitos. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA
• Introducir por la cavidad oral el endoscopio y recoger la biopsia mediante pinzas, cepillado reiterado o lavado (25-30ml de solución salina), con posterior aspiración del material.
• Para cultivo de H. pylori es fundamental obtener varias muestras tanto de la base como de los cuatro cuadrantes del margen de la úlcera, sin olvidar la biopsia de la mucosa antral. Remitir la muestra en contenedor estéril convencional y añadir suero fisiológico para evitar la desecación.
• Para cultivo bacteriológico de biopsia intestinal: remitir la muestra en contenedor estéril convencional y añadir suero fisiológico para evitar la desecación.
• Para estudio parasitológico: remitir la muestra en contenedor estéril convencional si se va a procesar inmediatamente o en contenedor especial para parásitos si se va a demorar.

OTRAS MUESTRAS DIGESTIVAS

En este apartado se incluyen la biopsia rectal y otras muestras tomadas por sigmoidoscopia empleadas para la detección de algunos parásitos (Entamoeba histolytica, Balantidium coli, Schistosoma spp y Cryptosporidium spp) y de micobacterias.

MATERIAL NECESARIO

• Sigmoidoscopio, rectoscopio y material complementario.
• Pipetas.
• Tubos de tapón de rosca estériles con o sin solución salina.
• Contenedor especial con líquido conservante para parásitos. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA
• Biopsia rectal: emplear pinzas para tomar muestras de las lesiones o de la mucosa rectal posterior a unos 7-10 cm del esfínter anal.
• Sigmoidoscopia: toma con pinzas o con pipeta: para la búsqueda de parásitos se realizan después de la defecación normal o 2 - 3 horas después de una defecación conseguida con laxantes. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN
• En tubo de tapón de rosca. Si la muestra es pequeña o se va a dilatar el envío se añadirá solución salina para evitar la desecación.
• Para la búsqueda de parásitos se debe enviar inmediatamente al laboratorio o en su defecto las muestras tomadas con pipeta se remitirán en contenedor especial con conservante para parásitos.

PARASITOS INTESTINALES

MATERIAL NECESARIO

• Recipiente (orinal o similar) lo más amplio posible.
• Contenedor especial con conservante para parásitos (incluye cucharilla e instrucciones para la toma de la muestra) OBTENCIÓN DE LA MUESTRA
• En los tres días previos a la recogida de muestras, el enfermo seguirá una dieta blanda en la que: o Se recomienda tomar: pan tostado (no integral), pastas, sémolas, arroz, huevos (tortilla), pescado, leche. o NO podrá tomar: medicamentos (especialmente antibióticos, antipalúdicos, laxantes oleosos), contrastes radiológicos (esperar 8-10 días para la recogida de muestras), patatas, verduras, legumbres, fruta, pastas, arroz, huevos, hígado y sesos.
• En algunos casos es necesario administrar un purgante, con el fin de aumentar la posibilidad del hallazgo de parásitos. Será un purgante salino, como sulfato de sodio o fosfato y carbonato de sodio; no deben usarse aceites minerales o compuestos de bismuto o magnesio.
• Con la cucharilla suministrada se recogerá una pequeña cantidad de heces recién emitidas y se introducirá en la parte que contiene la solución conservante.
• Cuando macroscópicamente se hayan visto formas compatibles con parásitos (nematodos adultos, porciones...) se recogerán en un recipiente estéril convencional y se añadirá una pequeña cantidad de suero fisiológico. NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN: Se deben remitir TRES MUESTRAS recogidas en días NO CONSECUTIVOS (por ejemplo, días alternos o tres muestras en un periodo de 10 días) ya que la expulsión de parásitos puede ser intermitente. Es suficiente el volumen de heces contenido en la cucharilla suministrada con el recipiente especial. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN
• Las muestras de heces recogidas en los recipientes especiales se pueden remitir al laboratorio el día de su recogida o conservar a temperatura ambiente o refrigeradas hasta su envío.
• En el caso de parásitos adultos el envío debe hacerse previa separación de las heces en contenedor estéril convencional con solución fisiológica.

OBTENCIÓN DE LA MUESTRA: Pasar la torunda a través de la nariz suavemente, hasta llegar a la nasofaringe. Hay que mantener la torunda cerca del septum y suelo de la fosa. Rotar la torunda durante 5 segundos y extraerla. Es suficiente una torunda. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN: Muestras con medio de transporte: < 24 horas conservadas a temperatura ambiente.

ASPIRADO NASOFARINGEO

Es la muestra indicada para la investigación de Neisseria meningitidis, Bordetella pertussis, Corynebacterium diphteriae, Streptococcus pyogenes y Virus Respiratorio Sincitial. MATERIAL NECESARIO

• Tubo aspirador de Teflón o jeringa y catéter.
• Contenedor estéril de cierre hermético. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA: Aspirar el moco, pasando el tubo de teflón o un catéter conectado a una jeringa por vía pernasal, de igual forma que la torunda. Volumen entre 0.5-1ml. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN: Envío en < 15 minutos a temperatura ambiente.

NASAL

Es la muestra indicada para la investigación de portadores de Staphylococcus aureus. MATERIAL NECESARIO

• Torunda de alginato cálcico con medio de transporte de Stuart-Amies.
• Solución salina estéril. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA
• Empapar el hisopo con solución salina estéril.
• Introducirlo aproximadamente 2 cm dentro de la nariz.
• Rotar la torunda contra la mucosa nasal, extraer e introducir dicha torunda en la otra fosa y repetir el proceso anterior.
• Número de muestra suficiente: una torunda. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN : Muestras con medio de transporte: < 24 horas conservadas a temperatura ambiente. OBSERVACIONES: Los microorganismos encontrados en fosa nasal no tienen por qué ser los mismos que se aíslan en el seno en caso de sinusitis, por lo que los cultivos de exudados nasales no sirven para el diagnóstico etiológico de las sinusitis y no pueden sustituir nunca a la punción del seno.

SENOS PARANASALES

Se realiza punción-aspiración de estos, lo que requiere un especialista en O.R.L. o personal especializado en dicha técnica. MATERIAL NECESARIO

• Povidona yodada al 10%.
• Contenedor estéril de cierre hermético.
• Medio de transporte para anaerobios.
  • Solución salina estéril.
  • Material quirúrgico de O.R.L.

OBTENCIÓN DE LA MUESTRA

• Desinfectar el lugar de la punción con povidona yodada al 10%.
• Introducir una aguja en el antrum maxilar por debajo del cornete inferior, o en el seno frontal por debajo del marco supraorbital del ojo.
• Aspirar el líquido del seno. Cuando no se obtenga líquido, instilar 1ml de suero salino estéril y aspirarlo nuevamente.
• Inyectar una parte de la muestra en un medio de transporte para anaerobios y el resto introducirlo en un contenedor estéril o dejarlo en la propia jeringa.
• Se intentará obtener al menos 1ml de muestra. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN: Muestras con medio de transporte: < 24 horas conservadas a temperatura ambiente.

CAVIDAD ORAL

Es la muestra indicada para el diagnóstico de “Candidiasis” o de la “Angina de Vincent”. MATERIAL NECESARIO : Torundas de algodón con medio de transporte de Stuart-Amies. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA

• En primer lugar, previamente a la toma, el paciente se enjuagará la boca con agua.
• Frotar o raspar las lesiones con una torunda de algodón para eliminar las secreciones y restos celulares y se tirará la torunda usada.
• Con una segunda torunda, se realizará otra toma sobre las lesiones previamente raspadas, que será la que se envíe para cultivo.
• Es suficiente una torunda. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN: Muestras con medio de transporte: < 24 horas conservadas a temperatura ambiente.

TRACTO RESPIRATORIO INFERIOR - ESPUTO, ESPUTO INDUCIDO

En las condiciones habituales de la clínica diaria, no es una muestra representativa de la situación existente en el tracto respiratorio inferior por su mezcla con secreciones procedentes de todo el árbol traqueobronquial y con la flora saprófita de la orofaringe. No obstante, es un método fácil y rápido cuya utilidad o relación entre resultado obtenido y verdadera etiología depende en gran medida de su correcta obtención, control de calidad antes de iniciar su procesamiento, tipo de agente que se pretenda detectar y valoración adecuada del resultado. MATERIAL NECESARIO

• Frasco estéril de boca ancha y cierre hermético.
• Suero fisiológico estéril al 3-10% y nebulizador. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA
• El paciente previamente se enjuagará la boca o hará gárgaras con agua.
• Obtener el esputo tras una expectoración profunda, preferentemente matinal.
• De no producirse expectoración espontánea, puede inducirse la misma con nebulizaciones de suero fisiológico estéril 15 ml durante 10 minutos, siendo útil además realizar un drenaje postural o fisioterapia respiratoria.
• Es suficiente una muestra y Volumen mínimo de 2 a 10 ml. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN: A temperatura ambiente < 2 horas y Refrigerado a 4ºC < 24 horas.

En términos generales las muestras obtenidas por fibrobroncoscopia, salvo el cepillado bronquial por catéter telescopado, son muestras contaminadas en mayor o menor grado con flora orofaríngea y por lo tanto no válidas para cultivo de anaerobios. MATERIAL NECESARIO

• Material específico para broncoscopia.
• Contenedor estéril de cierre hermético.
• Tubo estéril con 1ml de solución Ringer o suero fisiológico estéril.
• Material de corte estéril. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA
• BRONCOASPIRADO (BAS): Recogida de secreciones respiratorias a través de fibrobroncoscopio, pudiendo introducirse de 3 a 5ml de suero fisiológico previo a la aspiración.
• CEPILLADO BRONQUIAL POR CATÉTER TELESCOPADO (CBCT ): Cepillado de la mucosa bronquial del lóbulo afectado a través de un fibrobroncoscopio mediante un cepillo telescopado protegido por un doble catéter ocluido distalmente para evitar la contaminación de vías altas.
• LAVADO BRONCOALVEOLAR (BAL): Lavado de un segmento pulmonar (lóbulo medio o língula) previo anclado del broncoscopio, introduciendo de 20 a 50ml de suero fisiológico. Indicado especialmente en procesos pulmonares intersticiales. De escasas complicaciones, pero no obvia la contaminación orofaríngea cuyo problema puede disminuirse si se inserta un tubo endotraqueal para pasar el broncoscopio.
• BIOPSIA TRANSBRONQUIAL (BTB): Obtención de tejido pulmonar mediante técnica broncoscopia. Posible contaminación de la pinza de biopsia. Complicaciones: neumotórax, hemorragia. NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN
• BAS Y BAL: > 1ml.
• CBCT: remitido en 1ml de solución Ringer o suero fisiológico.
• BTB: la máxima cantidad posible. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN
• A temperatura ambiente < 2 horas.
• Refrigerado a 4ºC < 24 horas. OBSERVACIONES
• Las muestras obtenidas por Broncoaspirado (BAS) o Lavado broncoalveolar (BAL) deben ser siempre recogidas previo Cepillado bronquial (CBC) y/o Biopsia bronquial para evitar el exceso de sangre en la dichas muestra.
• Es aconsejable recoger tres esputos (estudio microbiológico) en días consecutivos tras la broncoscopia.

MUESTRAS OBTENIDAS POR ABORDAJE PERCUTANEO

Dentro de las técnicas invasivas son las que permiten la obtención de muestras más representativas del parénquima pulmonar, no obstante, sólo deben emplearse cuando fracasen otros métodos menos invasivos o cuando la situación del enfermo haga imprescindible conocer el diagnóstico etiológico. MATERIAL NECESARIO

• Material quirúrgico específico para punción.
• Contenedor estéril de cierre hermético.
  • Medios de transporte para anaerobios.
  • Suero fisiológico estéril.

OBTENCIÓN DE LA MUESTRA

• PUNCION PULMONAR ASPIRATIVA TRANSTORACICA (PPA ): Obtención del exudado de las lesiones pulmonares a través de una punción transtorácica con aguja ultrafina con control radioscópico o ecográfico. Debe aplicarse ante infiltraciones densas (no intersticiales) y sobre todo si son periféricas. Contraindicado en pacientes con bullas, trastornos de coagulación y sospecha de hidatidosis. Posibles complicaciones, como neumotórax y hemoptisis.
• PUNCION BIOPSICA PULMONAR : Biopsia transtorácica con trocar. Sólo en casos excepcionales y en caso de lesiones muy periféricas debido al alto riesgo de neumotórax.
• OTRAS (BIOPSIA PULMONAR CON TORACOSCOPIO Y BIOPSIA PULMONAR POR TORACOTOMIA): Permiten la selección visual. NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN
• Muestras por aspirado: la mayor cantidad que sea posible.
• Pieza de biopsia: una cuña de 3ml., cuando sea posible. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN
• Muestras con medio de transporte: < 24 horas conservadas a temperatura ambiente.
• Las muestras para cultivo de hongos o Micobacterias es mejor conservarlos a 4ºC <24 horas.

LIQUIDO PLEURAL

MATERIAL NECESARIO

• Paños, gasas y guantes estériles
• Jeringuillas y agujas estériles. No se deben utilizar jeringuillas heparinizadas, pues la heparina lleva conservantes que pueden interferir la viabilidad de los microorganismos. - Alcohol etílico o isopropílico al 70%. - Povidona yodada. - Contenedor estéril con cierre hermético. - Medio de transporte para anaerobios. - Frascos de hemocultivos. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA
• Deberá seguirse una técnica rigurosamente estéril.
• Desinfectar la piel con alcohol, haciendo círculos concéntricos desde el centro hacia la periferia en una zona de unos 10 cm de diámetro.
• Repetir el paso anterior con povidona yodada, dejando secar durante un minuto. En pacientes con hipersensibilidad al yodo, realizar la desinfección con alcohol dos veces consecutivas.
• La toma se hace por punción percutánea (toracocentesis) de forma aséptica para evitar la contaminación por la flora cutánea o ambiental.
• Una vez realizada la toma percutánea se retira la povidona yodada de la piel con un apósito impregnado en etanol al 70%.
• Para inoculación de frascos de hemocultivos, seguir las indicaciones del apartado correspondiente (Apartado nº 3: Hemocultivos). Este es un sistema adicional a los anteriores. NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN
• Para estudio bacteriano rutinario es suficiente de 1 a 10 ml en un contenedor estéril de cierre hermético o medio de transporte.
• Cuando se requiera la investigación de Mycobacterium spp y hongos se enviará un volumen superior a 10ml en un contenedor estéril de boca ancha (ver apartado correspondiente).
• Para cultivo en frasco de hemocultivo, con respecto al volumen de muestra seguir las indicaciones señaladas en el apartado correspondiente. Se inocularán un frasco para cultivo de aerobios y/o un frasco para cultivo de anaerobios en función del estudio que se pretenda. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN

• En el LCR no se estudian rutinariamente los anaerobios. En caso de solicitar dicho estudio y cuando el transporte a Microbiología no sea en <15 minutos, se utilizará un medio de transporte de líquidos para estudio de anaerobios y se inoculará una parte en un frasco de hemocultivos de anaerobios.
• El transporte de las muestras para estudio de virus debe realizarse inmediatamente. Si se realiza desde otro centro, el transporte será refrigerado (acumuladores de frío). Si dicho envío se retrasa

  24 horas, se deberán congelar a – 20ºC o bien a – 70ºC.

2.6. LÍQUIDOS ORGÁNICOS

En este apartado trataremos de los líquidos orgánicos, habitualmente estériles, salvo el LCR, como: peritoneal, líquido de diálisis peritoneal, articular y pericárdico, médula ósea, líquido ascítico, ... MATERIAL NECESARIO

• Paños, gasas y guantes estériles
• Jeringuillas y agujas estériles. No se deben utilizar jeringuillas heparinizadas, pues la heparina lleva conservantes que pueden interferir la viabilidad de los microorganismos. - Alcohol etílico o isopropílico al 70%. - Povidona yodada. - Contenedor estéril con cierre hermético. - Contenedor estéril de boca ancha (del tipo para urocultivo). - Frascos de hemocultivos. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA Varía dependiendo del líquido corporal del que se trate.
• Deberá seguirse una técnica rigurosamente estéril.
• Desinfectar la piel con alcohol etílico al 70%, haciendo círculos concéntricos desde el centro hacia la periferia en una zona de unos 10 cm de diámetro.
• Repetir el paso anterior con povidona yodada, dejando secar durante un minuto. En pacientes con hipersensibilidad al yodo, realizar la desinfección con alcohol dos veces consecutivas.
• La toma se hace por punción percutánea (paracentesis, punción pericárdica o punción articular) de forma aséptica para evitar la contaminación por la flora cutánea o ambiental. La punción pericárdica se realiza con control electrocardiográfico.
• Una vez realizada la toma percutánea se retira la povidona yodada de la piel con un apósito impregnado en etanol al 70%.
• Más raramente se pueden realizar tomas de estas localizaciones en el transcurso de intervenciones quirúrgicas. En esta circunstancia debe desaconsejarse el uso de hisopos (escobillones), siendo preferible también la aspiración; solo se utilizarán hisopos (escobillones) cuando el contenido no pueda ser aspirado.
• Para inoculación de frascos de hemocultivos, seguir las indicaciones del apartado correspondiente. Este es un sistema adicional a los anteriores. Está particularmente indicado cuando el envío se puede retrasar o en los líquidos que pueden coagularse. Su uso ha aumentado la rentabilidad del cultivo de líquidos ascíticos y de diálisis peritoneal. NÚMERO DE MUESTRAS Y/O VOLUMEN
• Para estudio bacteriano rutinario es suficiente de 1 a 10ml en un contenedor estéril de cierre hermético o medio de transporte.
• Cuando se requiera la investigación de Mycobacterium spp y hongos se enviará un volumen superior a 10 ml en un contenedor estéril de boca ancha.
• Líquidos de diálisis peritoneal: > 10ml en contenedor estéril de boca ancha y cierre hermético.
• Para cultivo en frasco de hemocultivo, con respecto al volumen de muestra seguir las indicaciones señaladas en el apartado correspondiente. Se inocularán un frasco para cultivo de aerobios y/o un frasco para cultivo de anaerobios en función del estudio que se pretenda. Se inoculan los dos frascos; primero anaerobios y luego aerobios.

TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN

• Muestras recogidas en un contenedor sin medio de transporte se remitirán a temperatura ambiente en < 15 minutos. Los recipientes idóneos son tubos estériles de tapón de rosca o de presión negativa sin conservantes. Se llenarán hasta cerca del tapón. De esta forma pueden ser útiles para el estudio de anaerobios, especialmente si la muestra es purulenta.
• Los líquidos para cultivo de hongos o micobacterias es mejor conservarlos a 4ºC <24 horas.
• El líquido pericárdico es mejor conservarlo a 4ºC < 24 horas.
• Si se utiliza la misma jeringuilla de extracción para transportar la muestra es imprescindible sustituir la aguja por otra estéril tapada con su correspondiente protector.
• El frasco de hemocultivo se recomienda como transporte de líquidos articulares. Para su conservación y transporte ver apartado correspondiente. OBSERVACIONES
• Cuando se utilice una anestesia local, hay que cambiar de jeringuilla y aguja para hacer la extracción de la muestra, ya que los anestésicos pueden inhibir el crecimiento bacteriano.
• Nunca utilizar frascos de hemocultivos para investigación de micobacterias ni cuando se requieran exámenes microscópicos directos.
• Si es necesario evitar la coagulación de alguno de estos líquidos se usará heparina sin conservantes (otros anticoagulantes pueden tener acción bactericida).

2.7. MUESTRAS DEL TRACTO GENITO-URINARIO

EXUDADOS VAGINALES

MATERIAL NECESARIO:

• Camilla ginecológica
• Espéculo estéril
• Torundas de alginato cálcico o Dacron con medio de transporte tipo Stuart-Amies. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA
• Con la paciente en posición ginecológica se introducirá un espéculo “sin lubricante” (si es necesario lubricar utilizar agua templada).
• Recoger la muestra, bajo visión directa, con una torunda, de la zona con mayor exudado o, en su defecto, del fondo del saco vaginal posterior.
• Repetir la operación con una segunda torunda TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN : Torundas con medio de transporte: < 24 horas a temperatura ambiente. OBSERVACIONES: No deben utilizarse en los días previos a la recogida de la muestra soluciones antisépticas, óvulos ni pomadas.

EXUDADOS ENDOCERVICALES

MATERIAL NECESARIO

• Camilla ginecológica.
• Espéculo estéril.
• Torundas secas sin medio de transporte (para limpieza de endocérvix). - Torundas de alginato cálcico o Dacron con medio de transporte tipo Stuart-Amies. - Para detección de Chlamydia trachomatis emplear torunda seca o con medio de transporte.