PREPARACIÓN DEL TEJIDO
Tinción con hematoxilina y eosina con fijación en formalina
El corte de rutina teñido con hematoxilina y eosina es la muestra que se utiliza con mayor frecuencia.
El grupo de preparados que se entrega a cada estudiante junto con el microscopio óptico contiene por
lo general muestras fijadas en formalina, incluidas en parafina y coloreadas con hematoxilina y eosina
(H&E). Casi todas las fotomicrografías ópticas en las secciones del atlas de esta obra son de preparados
de estos mismos grupos. Además, la mayor parte de las fotomicrografías utilizadas para ilustrar tejidos y
órganos en la cátedra de histología y en conferencias se obtienen de estos preparados. A veces se
utilizan otras técnicas de tinción para mostrar componentes específicos de las células y los tejidos; varias
de estas técnicas se describen más adelante.
El primer paso en la preparación de una muestra de tejido u órgano es la fijación para conservar la
estructura.
La fijación, obtenida en general mediante una sustancia química o una mezcla de sustancias químicas,
conserva de forma permanente la estructura del tejido para tratamientos posteriores.
Las muestras deben sumergirse en el fijador inmediatamente después de extraerse del organismo. La
fijación se utiliza para: abolir el metabolismo celular, impedir la degradación enzimática de las células y
tejidos por la autólisis (autodigestión), destruir microorganismos patógenos tales como bacterias,
hongos o virus y endurecer el tejido como resultado de la formación de enlaces cruzados o de la
desnaturalización de moléculas proteicas.
El fijador de uso más común es la formalina, una solución acuosa de formaldehído al 37 %, en diluciones
variadas y en combinación con otras sustancias químicas y amortiguadores (buffers). El formaldehído
conserva la estructura general de la célula y de los componentes extracelulares al reaccionar con los
grupos amino de las proteínas (con frecuencia los enlaces cruzados de residuos de lisina). Debido a que
el formaldehído no altera su estructura tridimensional de forma significativa, las proteínas mantienen su
capacidad de reaccionar con anticuerpos específicos. Esta propiedad es importante en las técnicas de
inmunocitoquímica (v. pág. 8). La solución comercial estándar de formaldehído amortiguado con
fosfatos (pH 7) actúa con lentitud pero penetra bien en el tejido. Sin embargo, dado que no reacciona
con los lípidos, es un mal fijador de las membranas celulares.
En el segundo paso, la muestra se dispone para su inclusión en parafina con el fin de permitir su corte.
Para examinar una muestra se requiere de su infiltración con un medio de inclusión que permita realizar
corte muy delgados, por lo general en el rango de 5 mm a 15 mm (1 micrón [mm] equivale a una
milésima parte de un milímetro [mm]; v. tabla 1-1). Después de la fijación la muestra se lava y se
deshidrata en una serie de soluciones alcohólicas de concentración creciente hasta alcanzar alcohol al
100 %. En el paso siguiente, el aclarado, se utilizan solventes orgánicos tales como el xileno o tolueno
que son miscibles tanto en alcohol como en parafinas, para extraer el alcohol antes de la infiltración de
la muestra con la parafina fundida.
Cuando la parafina fundida se ha enfriado y endurecido, se empareja para formar un bloque de tamaño
adecuado. Este bloque se coloca en una máquina cortadora especial, el micrótomo que lo corta en
rebanadas finas con una cuchilla de acero. Los cortes obtenidos se montan sobre portaobjetos de vidrio
utilizando un medio de montaje (pineno o resinas de acrílico) como adhesivo.
En el tercer paso, la muestra se tiñe para permitir su examen.
Debido a que los cortes en parafina son incoloros, la muestra todavía no está lista para su examen bajo
el microscopio óptico.
Para colorear o teñir los cortes histológicos, la parafina debe disolverse y extraerse, con xileno o tolueno
y los tejidos deben rehidratarse mediante el uso de una serie de soluciones de alcohol de concentración
decreciente. Después, el tejido sobre el portaobjetos se tiñe con hematoxilina en agua. Debido a que el
colorante de contraste, la eosina, es más soluble en alcohol que en agua, se vuelve a deshidratar la
muestra a través de una serie de soluciones alcohólicas de concentración creciente y después se tiñe
con eosina en alcohol. En la figura 1-1 se
muestran los resultados de la tinción con
hematoxilina sola, con eosina sola y con
ambos colorantes. Después de la tinción, la
muestra se pasa por xileno o tolueno y se le
coloca un medio de montaje no acuoso antes
de cubrirla con un cubreobjetos para obtener
un preparado permanente.
