Parasitologia-Plasmodium, Tesis de Parasitología

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MANUAL OPERATIVO ESTANDAR PARA LA GESTION

DEL DIAGNOSTICO MICROSCOPICO DE

PLASMODIUM.

ECUADOR, 2008

SNEM-RAVREDA

El presente documento fue preparado y revisado con la participación de:

Dr. Cesar Díaz Cortéz Dr. Raúl Veloz Pérez Dr. Julio Valencia Zamora. Dra. Mercy Silva Bravo Dr. Eduardo Gómez Landires QF. Jorge Suárez Lozano Dr. Franklin Bajaña Loor Lcda. Tania Ordóñez León Tclg. Mauricio Muñoz Quiñónez Sra. Rosa Alba Quintero Montaño Sra. Belinda Palacios Villamar Sr. Marcelo Andrade

Asesora Técnica: Dra. Jackeline Alger. MD.PhD

COOPERACION TECNICA OPS/OMS

PROLOGO

Pendiente……………………..

Dra. Celia Riera, Coordinadora Subsede OPS/OMS, Guayaquil

INDICE

PAGINA

Capitulo I.- Aspectos generales de la malaria y principios del diagnóstico microscópico: 1.1 Introducción………………………………………………………………. 1.2 Malaria: la enfermedad…………………………………………………… 1.3 Situación epidemiológica de la malaria en Ecuador……………………… 1.4 Aspectos generales sobre el diagnóstico microscópico…………………… 1.5 Otros métodos de diagnóstico…………………………………………….. 1.6 Malaria y su tamizaje en bancos de sangre……………………………….

Capitulo II.- Calidad y Calidez 2.1 Componentes indispensables de la calidad 2.2 El entorno de las personas (usuarios) y usted 2.3 Cómo romper el hielo o llegar a las personas con más facilidad? 2.4 Estrategias a considerar para trabajar con calidez: 2.5 El Lugar de trabajo

CAPITULO III.- Normas de bioseguridad 3.1 Conducta Individual 3.2 Manejo del paciente, desechos y sitios de trabajo

CAPITULO IV.- Preparación de las muestras y coloración: 4.1 Obtención y manejo de muestras………………………………………… 4.2 Listado de insumos y equipos…………………………………………… 4.3 Procesamiento y coloración de la gota gruesa y frotis………….………. 4.4 Preparación de colorantes y soluciones……………………………….. ... 4.5 Tinciones para el diagnostico de malaria……..……………………….. 4.6 Coloración de la gota gruesa……………………………………..…….. 4.7 Errores comunes en la preparación de las muestras……………………. 4.8 Transporte y envío de muestras desde el puesto de C. Voluntario……..

CAPITULO V.- Características Diagnosticas de los parásitos Plasmodium: 5.1. Elementos formes de la sangre…............................................ 5.2. Características morfológicas del Plasmodium spp…….……. 5.3. Artefactos…………………………………………………… 5.4. Otros Parásitos………………………………………………

CAPITULO VI.- Observación microscópica de las muestras de sangre: 6.1. Lectura de la gota gruesa………………………………….. 6.2. Lectura del frotis………………………………………….. 6.3. Estimación de la densidad parasitaria ……………………. 6.4. Informe de resultados e interpretación …………………… 6.5. Evaluación de la respuesta terapéutica ……………….….

CAPITULO VII.- Red de Puestos de Diagnóstico, laboratorios y sistema de información:

(Formulario E – 1) ANEXO 7.- Registro semanal de muestras positivas (Formulario E-2) ANEXO 8.- Formulario control de calidad (CC-2) ANEXO 9.- Formulario de registro de casos con diagnóstico positivo (RP- 1) ANEXO 10.- Formulario OC – 19 ANEXO 11.- Formulario para el envio de laminas a control de calidad (evaluación externa de desempeño (CC-1) ANEXO 12.- Esquemas de tratamiento antimalárico

CAPITULO I.- ASPECTOS GENERALES DE LA MALARIA Y

PRINCIPIOS DEL DIAGNOSTICO MICROSCOPICO.

1.1.- Introducción: La malaria constituye aún una de las principales causas de morbilidad y mortalidad en el mundo, se la encuentra en alrededor de 128 países situados entre los 40º latitud norte y 60º latitud sur, está presente como una patología endémica en zonas tropicales y subtropicales del planeta, y se estima que anualmente se producen entre 300 y 500 millones de casos de malaria clínica y hasta tres millones de muertes, principalmente en niños, embarazadas y ancianos, la mayoría de estos en países del África sub-sahariana. En la última década la situación epidemiológica de la malaria se ha deteriorado en algunos países y está re-emergiendo vinculada a las crisis ambientales, políticas y sociales, y favorecida también por factores agravantes tales como la diseminación de la resistencia del parásito a los medicamentos antimaláricos y del vector a los insecticidas.

La malaria es producida por parásitos del género Plasmodium y transmitida a través de la picadura del mosquito hembra del género Anopheles. También puede ser transmitida por transfusión sanguínea, vía placentaria o durante el parto. En la sub- región andina prevalece la malaria producida por P. vivax , seguida por P. falciparum , no detectándose P. malariae , ni P. ovale ; Colombia, Perú y Venezuela aportan con alrededor del 67% de todos los casos, presentándose en el último lustro una drástica disminución de la transmisión en Bolivia y Ecuador. Luego de varias evaluaciones realizadas en la región se determinó la presencia de resistencia del P. falciparum a los esquemas de monoterapia basados en cloroquina, por lo que todos los países modificaron sus esquemas a terapia de combinación basados en artemisinina. La cloroquina continua siendo eficaz para el tratamiento de casos producidos por P. vivax. En Ecuador de 106.641 casos diagnosticados en el año 2001 se redujo a 8.464 en el 2007, 1.158 de los cuales correspondían a P. falciparum.

Para la identificación de la especie y estadíos de los parásitos Plasmodium, la microscopía es un método sensible y específico. La toma de la muestra y su procesamiento pueden ser relativamente sencillos, así como la lectura de láminas coloreadas por un microscopista capacitado. Sin embargo, el factor humano hace que la calidad de la técnica sea variable y se puede observar personal con la misma capacitación desempeñando sus funciones con diferentes niveles de responsabilidad. La calidad y formulación constante del colorante son factores críticos para un diagnóstico microscópico de una calidad aceptable. Con todo, aun un microscopista responsable y capacitado tiene un límite de láminas por día que puede examinar con

precisión, para lo cual requiere de un microscopio con objetivo de inmersión, en buen estado y con buen mantenimiento.

El presente documento está dirigido al personal que realiza diagnóstico microscópico de la malaria en la Red del SNEM y de Servicios de Salud públicos y privados. Se elaboró con el propósito de fortalecer el diagnóstico a través del manejo de criterios unificados. Su contenido incluye textos, diagramas, figuras y fotografías, en secciones que explican de manera práctica aspectos clínicos y epidemiológicos de la enfermedad, el proceso de preparación y coloración de las muestras de sangre, la observación microscópica de la gota gruesa y extendido fino, el registro de la información producida por las unidades de diagnóstico y el control de calidad. El manual se utilizara como instrumento básico de capacitación.

1.2.- Malaria la enfermedad: La reproducción asexual de los parásitos Plasmodium en la fase sanguínea es la responsable de las manifestaciones clínicas de la malaria (ver ciclo de vida en Anexo 1). La enfermedad se puede manifestar con sintomatología aguda, sintomatología crónica o infecciones subclínicas, y los casos pueden ser no complicados o complicados y graves.

La malaria no complicada se caracteriza por el paroxismo malárico: escalofrío, fiebre y sudoración. Hay postración durante el pico febril y mejoría en ausencia de la fiebre. El paroxismo se presenta cada tercer día en infecciones con parásitos sincronizados que cumplen la esquizogonia simultáneamente. En infecciones con parásitos en diferentes estadíos, el paroxismo puede ser diario. Los pacientes pueden presentar visceromegalia dolorosa y anemia.

Cualquier paciente incapaz de deglutir tabletas, con evidencia de disfunción de órganos y sistemas, ó con una densidad parasitaria superior a 250,000 parásitos/μl de sangre o 5% de eritrocitos parasitados, está en riesgo de complicarse y fallecer. La intensidad del riesgo dependerá del grado de las anormalidades, la edad, la inmunidad y acceso a tratamiento oportuno y apropiado. Entre las complicaciones más frecuentes están las hematológicas (anemia, leucopenia, trombocitopenia, pancitopenia, hemorragia, hemólisis), digestivas (diarrea, vómitos incoercibles), metabólicas (deshidratación, hipoglicemia, acidosis), renales (oliguria, anuria, insuficiencia renal aguda), respiratorias (edema pulmonar, insuficiencia respiratoria), y neurológicas (convulsiones, alteraciones de conciencia, coma). Las complicaciones se pueden presentar con cualquiera de las especies de Plasmodium pero P. falciparum se ha asociado a los casos graves y complicados con mayor frecuencia por sus características biológicas: 1) produce hiperparasitemia; 2) se citoadhiere o secuestra en la microvasculatura; y 3) está asociado a multi-drogo- resistencia, fenómeno extendido en Asia, África y América del Sur.

La malaria crónica se caracteriza por febrícula, anemia, debilidad y visceromegalia no dolorosa. Se denomina malaria subclínica a las infecciones en pacientes sin historia de fiebre, aunque pueden informar otros síntomas como cefalea y debilidad. Usualmente es un hallazgo incidental microscópico, donde se identifican estadíos asexuales sanguíneos con o sin gametocitos, o bien los casos son detectados a través de encuestas parasitológicas en búsqueda activa de casos.

En Ecuador la malaria no es registrada como una causa importante de mortalidad, pero se encuentra entre las primeras diez causas de morbilidad. A nivel nacional, la mayor oferta de diagnostico esta constituida por una red de aproximadamente 300 puestos de diagnostico microscópico mantenida por el SNEM, y cuyo mayor porcentaje se ubican dentro de unidades de salud de la red del Ministerio de Salud Pública. Se ha documentado la existencia de casos subclínicos los que podrían estar contribuyendo a la persistencia de la transmisión. En cuanto al vector, las principales especies responsables de la transmisión son Anopheles albimanus, An. puntimacula, An. Pseudopuntipennis, An. nuñeztovari los que se ubican en la región litoral, valles subtropicales de la sierra y región amazónica, especies susceptibles a los insecticidas piretroides y organofosforados en uso en el país.

Se han registrado como factores coadyuvantes de la transmisión de la malaria en Ecuador: la ampliación de la frontera agrícola que modifica el entorno medio- ambiental, viviendas inadecuadas y desprotegidas, movimientos migratorios internos y fronterizos, factores operativos (difícil acceso a los servicios de salud, disminución y deficiente asistencia técnica a la red de colaboradores voluntarios), limitados recursos económicos asignados al sector salud, ocurrencia de fenómenos climáticos adversos cada vez mas frecuentes e intensos “El Niño Oscilación Sur” (ENOS).

Las actividades de prevención y control de la malaria están enmarcadas en los lineamientos de la iniciativa “Lucha global contra la malaria” propuesta por OMS en el año 1992, y de la estrategia Roll Back malaria de 1999, así como de la adhesión a las metas del milenio propuestas por la ONU en el 2005, que incluyen

MORBILIDAD PALUDICA POR ESPECIE PARASITARIA 1996 - 2007 ECUADOR

10.028 13.

7.813 (^) 7. 1.886 3.

49.242 48.

6.005 (^) 2. 1.627 (^) 1.

104.597 106.

9.440 (^) 8. 0

20.

40.

60.

80.

100.

120.

1996 1997 1998 1999 2000 2001 2002 2003 2004 2005 2006 2007 AÑOS

CASOS

V iv a x

F a lc ipa rum

T O T A L

las áreas estratégicas de 1) vigilancia epidemiológica, 2) vigilancia entomológica,

3. investigación operativa y 4) promoción de la salud.

1.4.- Aspectos generales sobre el diagnóstico microscópico de la malaria: El diagnóstico microscópico de la malaria puede realizarse a partir de dos tipos de muestras de sangre: 1) la gota gruesa que consiste de varias capas de células, y 2) el extendido fino que consiste de una sola capa de células. El examen microscópico de la gota gruesa es considerado el estándar de oro para el diagnóstico de la malaria porque es más sensible para la detección de parásitos. Ambos tipos de muestras, gota gruesa y frotis, se pueden preparar en una misma lámina portaobjetos o en láminas individuales. Se recomienda prepararlas en una misma lámina portaobjetos y colorearlas simultáneamente utilizando la coloración de Giemsa. Idealmente toda la Red de puestos de diagnóstico debería utilizar la preparación de gota gruesa y extendido fino en una sola lámina. Sin embargo, debido a dificultades técnicas y la necesidad de mayor tiempo de capacitación, la red de Colaboradores Voluntarios donde estuviere activa continuara tomando solo gota gruesa.

La identificación de los parásitos se basa en: 1) su apariencia, ya sea libres (gota gruesa) o intracelulares en el glóbulo rojo (extendido fino) y, más importante, 2) la coloración de sus componentes (citoplasma, cromatina, pigmento). El extendido fino facilita la determinación de la especie de Plasmodium , ya que proporciona un componente adicional a lo que aporta la gota gruesa: las características del glóbulo rojo parasitado y el parásito en su interior que mantiene intactos los componentes de cada fase y características específicas.

Además de la identificación de los parásitos, la microscopía puede proporcionar información sobre su viabilidad y esto, sumado a la estimación de la parasitemia, es útil para evaluar la respuesta al tratamiento. Debido a la relativa sencillez de la microscopía, es posible capacitar personal comunitario para la toma de muestras, su almacenamiento y transporte posterior, para su procesamiento y lectura por personal competente. La gota gruesa es de 20 a 30 veces más densa que el extendido fino y por lo tanto más sensible. El umbral teórico de detección de la gota gruesa es cuatro parásitos/μl de sangre (100 campos/objetivo de inmersión es equivalente aproximadamente a 0.25 μl de sangre).

1.5.- Otros métodos de diagnóstico. Adicionalmente al diagnóstico microscópico utilizando gota gruesa y extendido fino, se han desarrollado otras pruebas que apoyan el diagnóstico de la malaria ya sea aumentando la sensibilidad o aumentado la rapidez de la detección de los parásitos o de sus componentes. Otro método es el inmunodiagnóstico que incluye una variedad de pruebas serológicas entre cuyos principales usos podemos señalar el tamizaje de donadores de sangre, evaluación de tendencias epidemiológicas en áreas endémicas, y evaluación del impacto de los métodos de control del vector en la incidencia de la malaria. Las pruebas de diagnóstico rápido (PDR) basadas en la detección de antígenos específicos de Plasmodium , han demostrado su utilidad y aplicabilidad en el trabajo de campo. Otras pruebas como las basadas en la detección de ácido desoxirribonucleico (ADN) como la técnica de reacción en cadena de la polimerasa (PCR) o sondas de hibridización de ADN marcadas con radionucleótidos o enzimas, solamente pueden ser utilizadas en laboratorios de referencia y laboratorios de investigación debido a sus requerimientos técnicos. A

4= NCH 57, 5= NCH 69, 6= NCH 89, 7= NCH 114, 8= NCH 116, 9= NCH 130,

10= NCH 132, 11= muestra control positiva P. falciparum Haití, 12= control de reacción de PCR sin ADN, 13= muestra control positiva P. falciparum Indochina. Servicio de Parasitología, Departamento de Laboratorios Clínicos, Hospital Escuela.

Pruebas de diagnóstico rápido (PDR).

Las PDR detectan antígenos específicos (proteínas) producidos por el parásito, los cuales están presentes en la sangre de la persona infectada (infección actual o reciente). La muestra puede ser obtenida por pinchazo del dedo con lanceta o puede ser sangre venosa anticoagulada. Las PDR consisten en una detección inmunocromatográfica (reacción inmunológica detectada por cambio de color) de flujo lateral del antígeno, a través de la captura de anticuerpos marcados para producir una banda visible en una cinta de nitrocelulosa. El anticuerpo marcado primero se une al antígeno y luego el complejo antígeno-anticuerpo es capturado en la cinta por anticuerpos monoclonales adsorbidos en la misma, lo cual forma la banda visible. La cinta contiene un control que permite determinar la integridad del anticuerpo marcado. Algunas PDR pueden detectar solamente P. falciparum ; otras pueden detectar una o más de las otras especies que infectan al humano ( P. vivax , P. malariae , P. ovale ). El costo de una prueba se estima entre US $0,80 – 3.00.

Las PDR pueden alcanzar sensibilidad superior al 95% en pacientes con densidades moderadas y altas; apoyan el diagnóstico de la malaria proporcionando evidencia de la presencia de parásitos en la sangre en situaciones donde el diagnóstico microscópico de buena calidad no está disponible o cuando un diagnóstico rápido permite iniciar un tratamiento diferenciado del paciente, ante la presencia de zonas donde circulen mas de una especie de Plasmodium.

Podrían ser utilizados en áreas remotas o de difícil acceso donde los métodos tradicionales de detección no son los más adecuados o en situaciones como las descritas a continuación:

1. Brote de febriles : Cuando existe un brote de individuos con fiebre en una zona con riesgo de malaria, se debe investigar malaria como la causa de la fiebre. Las PDR se convierten en un instrumento ideal para la identificación rápida de la etiología malárica de la fiebre y contención del brote con medidas dirigidas a los individuos y al ambiente. Se recomienda utilizar una PDR que detecte tanto P. falciparum como P. vivax. En esta situación las PDR se utilizan en una búsqueda activa de casos febriles casa a casa con toma de muestra (PDR y gota gruesa / extendido fino) a todos los individuos febriles. En los casos PDR positiva, se debe obtener muestra de todos los individuos que habitan en esta casa con y sin fiebre.
2. Evaluación de las intervenciones de prevención y control : Las PDR pueden ser un instrumento útil cuando se desea evaluar el impacto de las intervenciones de prevención y control en localidades priorizadas en base a la intensidad de la transmisión (porcentaje acumulado de casos, IPA promedio ponderado de los últimos tres años, casos de malaria por P. falciparum ) e intervenidas. En esta situación las PDR apoyan la detección de malaria en individuos febriles y en una muestra de individuos no febriles. Se recomienda utilizar una PDR que

detecte tanto P. falciparum como P. vivax. Se realiza una búsqueda activa casa a casa con toma de muestra (PDR y gota gruesa / extendido fino) a todos los individuos febriles y cada cinco - diez casas a todos los individuos residentes, con y sin fiebre. En los casos PDR positiva, se debe obtener muestra de todos los individuos que habitan en esta casa con y sin fiebre.

3. Vigilancia de la malaria por P. falciparum : En localidades priorizadas por la incidencia de casos de malaria falciparum, o con un brote de este, se puede utilizar una PDR específica para fortalecer la vigilancia de la malaria por P. falciparum (Fig. No. 2). Las PDR pueden apoyar la instalación de un cerco epidemiológico oportuno que limite su expansión y reduzca la posibilidad de casos graves y muerte.

Figura No. 2. Prueba de Diagnóstico Rápido Optimal IT para Malaria Pf específica para detectar P. falciparum****. Prueba positiva para P. falciparum (A); prueba positiva otra especie que no es falciparum (B); una prueba negativa (C).(Pruebas usadas en evaluación de campo Ecuador año 2006).

FLUJOGRAMA DE USO DE PRUEBAS RÁPIDAS EN ÁREAS EPIDEMIOLOGICAS CON CO-ENDEMICIDAD DE PLASMODIUM

Casos sospechoso (Criterio clínico)

Pruebas rápidas

Positivo Negativo Sin resultado

Falciparum No Falciparum Alta sospechaMalaria

**Tratar según pauta nacional ***

**Cloroquina Primaquina ***

Repetir PR 24 - 48 h

Positivo (^) Negativo

Pensar otra Enfermedad Referir/Tratar

Repetir PR

A

B

C

2.1 Componentes indispensables de la calidad=

Calidez.- Es la demostración de afectividad, amabilidad, cortesía; brindar seguridad, confianza y respeto por parte del personal de salud a los usuarios de los servicios de salud.

Empatía.- Es la capacidad de identificarse, sentir y comprender las emociones y/o sentimientos ajenos (el usuario) como propios.

Criterios de calidez:

1. La mirada.- Desde el momento que el paciente y/o familiar se acerquen o lleguen a tu lugar de trabajo, debe de preferencia mirar a los ojos con atención, transmitiendo confianza, respeto y disponibilidad.
2. Expresión.- Haga que a través de sus gestos de amabilidad, el paciente se sienta bien y que, lo que le quiere comunicar, le va a beneficiar, sonría, muéstrese dispuesto y abierto hacía los demás.
3. Contacto físico.- Para generar cercanía y confianza con el paciente siéntese uno al lado del otro o ubíquese de pie muy cercano en especial al momento de tomar la muestra y verá como la persona, puede presentarle con más facilidad su caso; y permitirá que se realice la toma de la muestra.
4. Relación instrumental.- Siempre es bueno familiarizar al paciente con los materiales que se van a utilizar en el momento de tomar la muestra.

2.2 El entorno de las personas (usuarios) y usted:

Muchas personas al llegar a los centros médicos pueden traer consigo miedos frente al personal, los uniformes y sus propias enfermedades, esto implica que si además, encuentran un ambiente adverso y hostil, pueden desistir de su consulta y esto afecta el

Estructura

Proceso

Resultado

Impacto

Eficiencia

Eficacia

Efectividad

diagnóstico parasitológico, y el tratamiento adecuado de la malaria. Para evitar esta situación la persona deberá encontrar un ambiente amable y acogedor, donde pueda esperar con tranquilidad y donde el personal le brinde la confianza suficiente para hablar sobre lo que le sucede y lo que siente. Sí está ocupado, dígale al paciente con la mano, que lo espere, que ya lo atiende, combinando con amabilidad, respeto y cuidado. La identificación y el compromiso con el trabajo se demuestra en como se lleva el uniforme, el cuidado y el respeto por las insignias que representan la institución donde se trabaja, también es un aspecto fundamental, por ello, es importante que el uniforme sea impecable y bien llevado; y al mismo tiempo es necesario ser muy meticuloso con el cuidado personal, haciendo respetar los ideales y las insignias que se representan, teniendo presente que los centros de salud siempre son territorios de paz. Esto permite que la comunidad, tenga como referente de ayuda y de apoyo al personal de salud, lo que a su vez, hace más fácil su identificación en el momento de realizar las jornadas de prevención, atención, diagnóstico y tratamiento de la malaria en dicha comunidad. Actué con naturalidad, es importante que su tono de voz sea adecuado ni muy fuerte ni muy suave, pero que denote que esta seguro del procedimiento que realiza con el paciente, permita que el se sienta cómodo a través del saludo de bienvenida al examen, muéstrese interesado con sus palabras, esto le dará la oportunidad de romper el hielo. Luego de un corto, pero acogedor saludo de bienvenida, pregúntele a la persona: Si lo atendieron bien o tuvo que esperar mucho, discúlpese si fue así, además puede indagar sobre ¿Cuánto tiempo tardo en llegar aquí?, ¿Cómo se siente?, entre otras, sin dejar de lado los interrogantes propios para el diagnóstico de la malaria.

2.3 Cómo romper el hielo o llegar a las personas con más facilidad?

Para llegar a las personas con mayor facilidad es necesario, tener presente el tipo de población con la cuál se vaya a trabajar, la edad, el nivel educativo de la misma, su estrato socioeconómico y sus necesidades, expectativas e intereses. Se puede iniciar la conversación haciendo un halago sobre la apariencia física de la persona, o expresar el propio gusto sobre comidas, actividades e invitar a la persona que haga lo mismo. Lo descrito le permite comprender si la persona esta ansiosa, nerviosa o angustiada y si es así, busque tranquilizarla con una sonrisa, gesto o mímica que le de confianza, esto es fundamental para propiciar la comunicación verbal. No se debe prolongar mucho el momento de bienvenida, pues lo fundamental es recoger la información para saber como se esta presentando la enfermedad en la región. La comunicación hablada es necesaria para el diagnóstico y control de la malaria, ya que proporciona un conocimiento de los antecedentes de las personas, que permiten determinar si continúan en riesgo de contagio de esta enfermedad. Para comunicarse verbalmente se puede realizar una entrevista informal, que consiste en un diálogo a través del cual se pueden conocer datos básicos sobre el riesgo de la transmisión de la malaria en el lugar donde se encuentra el paciente. Entre las preguntas que se pueden formular están: ¿De dónde viene?, ¿Cuál es el motivo de la consulta?, ¿Qué siente?, ¿Desde cuándo se siente mal?, ¿Hay otras personas de su familia con lo mismo que tiene usted? Etc.

2.4 Estrategias a considerar para trabajar con calidez:

• Tener en cuenta las características del usuario y su entorno. No sentirse el experto
• Establecer una buena relación entre trabajador de salud y usuario

2. Evite el contacto de piel o mucosas con sangre o sus derivados, mediante el uso de guantes desechables. Los momentos en los cuales se estará en posible riesgo son: toma de la muestra a los pacientes, manejo de muestras o en superficies contaminadas con material biológico.
3. Si presenta lesiones de piel o mucosa, evitar el contacto directo con los pacientes o material potencialmente contaminante.
4. En el laboratorio es necesario usar mandiles, uniforme u otra vestimenta para protección apropiada.
5. No utilizar la boca para hacer uso de pipetas.
6. Esta prohibido ingerir alimentos en el laboratorio o guardarlos en el refrigerador de éste.
7. Si en algún procedimiento del laboratorio tiene riesgo de salpicadura use mascarilla.
8. Todo el personal dedicado a labores de manejo de residuos debe contar con un esquema de vacunación completo contra el Tétanos y Hepatitis B.
9. Esta prohibido maquillarse en el laboratorio.
10. De llegar a tener un accidente de laboratorio como la posible inoculación de material contaminado por la punción con un objeto corto punzante o lanceta usada y con sangre visible, debe informarlo inmediatamente al jefe inmediato, del departamento de salud ocupacional antes de 24 horas de ocurrido el evento, para proceder según normas. Por otra parte debe contar con seguimiento medico estricto, medidas profilácticas y evaluación serológica.
11. Además de la anterior medida en caso de exposición tenga presente el lavado del área expuesta.

a.- Exposición percutánea: lave inmediatamente el área expuesta con agua y jabón germicida, si la herida está sangrando, apriétela y estimule el sangrado, siempre que el área corporal lo tolere y aplique solución desinfectante después de concluido el lavado. b.- Exposición de mucosas: lave profusamente el área con agua limpia o solución salina estéril. c.- Exposición en piel no intacta: lave el área profusamente con solución salina estéril y aplique solución antiséptica. d.- Exposición en piel intacta: lave abundantemente el área con agua y jabón.

3.2 Manejo del paciente, desechos y sitio de trabajo:

Paciente:

1. Emplear técnicas de asepsia y antisepsia en la toma de la muestra.
2. Siempre usar lancetas y/o jeringuillas desechables y nuevas para la toma de la muestra de cada paciente.

Desechos:

1. Desechar el material contaminado (algodón, lancetas) en recipientes adecuados o fundas plásticas destinadas para este propósito, según norma internacional establecida: desechos comunes-fundas negra, desecho infeccioso funda roja; corto punzantes en recipiente específico.

2. De presentare la ruptura de material de vidrio contaminado con sangre o fluidos corporales, adicione hipoclorito de sodio al 0,5%, deje media hora, y recoja los fragmentos con escoba y recogedor para su disposición final.

Sitio de Trabajo:

1. Se debe mantener el laboratorio limpio, aseado y ordenado.
2. No se debe comer, beber, ni fumar en las Unidades de Diagnóstico
3. Solo el personal autorizado debe tener acceso a las Unidades de Diagnostico
4. Cada Unidad de Diagnóstico debe contar con un botiquín con insumos básicos para primeros auxilios.
5. Se deben desinfectar las superficies de trabajo al concluir las operaciones y al final del día. Se recomienda una solución de cloro activo al 0.5%, la cual debe estar protegida de la luz y el calor. La solución de cloro se puede preparar utilizando un blanqueador líquido doméstico (hipoclorito de sodio), o compuestos de cloro disponibles en polvo (hipoclorito de calcio, cloromina, o cloruro de cal) o en tabletas (dicloroisocianurato de sodio). A continuación se describe la preparación de una solución de cloro diluida al 0.5%.

Blanqueador líquido. El cloro líquido doméstico tiene diferentes concentraciones y cualquiera de ellas se puede utilizar haciendo el cálculo con la siguiente fórmula:

% de cloro en el blanqueador líquido - 1 = partes totales de agua para cada parte de % de cloro deseado blanqueador

Ejemplo: para preparar una solución al 0.5% con 3.5% de blanqueador:

3.5% - 1 = 7 – 1 = 6 partes totales de agua para cada parte de blanqueador 0.5%

Por lo tanto, se debe agregar 1 parte de blanqueador a 6 partes de agua para preparar una Sol. cloro al 0.5%. “Parte” se puede usar para cualquier unidad de medida (onza, litro, galón o cualquier recipiente). Algunos productos presentan el cloro activo como “grados cloro”. Un grado de cloro equivale a 0.3% de cloro activo.

Blanqueador en polvo. Si se usa cloro en polvo, calcule la relación cloro-agua, haciendo el cálculo con la siguiente formula: