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practica enzima amilasa, Guías, Proyectos, Investigaciones de Ingeniería de Procesos Alimentarios

es una guia para determinar la existencia de amilasa en un alimentos

Tipo: Guías, Proyectos, Investigaciones

2024/2025

Subido el 04/11/2025

jl-alosilla
jl-alosilla 🇵🇪

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Práctica
Detección de amilasa por halo de degradación en agar con almidón
I.- Fundamento
La amilasa hidroliza el almidón. El almidón sin degradar forma un complejo azul
con yodo (Lugol). Donde el almidón fue degradado, no hay color → aparece un
halo claro alrededor del pozo o punto de aplicación.
II.- Objetivo
Extraer un crudo enzimático de pan rallado y evidenciar actividad amilasa por la
formación de halos de aclaramiento en placas de agar con almidón tras la tinción
con yodo.
III.- Materiales y reactivos
Pan rallado fresco (sin saborizantes).
Buffer fosfato 50 mM o 0.05 M, pH 6.5
Preparación:
4.73 g de NaHPO·2HO fosfato disódico dihidratado (básico).
y
3.12 g de NaHPO·HO fosfato monobásico de sodio (ácido).
completado con agua destilada a 1 L.
Agar con almidón
Preparación:
Almidón soluble (de papa o maíz): 10 g
Peptona: 5 g
NaCl: 5 g
Agar: 15 g
Agua destilada: 1 litro
Ajustar pH a 7.0 ± 0.2
Esterilizar 121 °C, 15 min
Solución de yodo (Lugol): 1% I + 2% KI en agua destilada.
1 g de yodo sólido (I)
2 g de yoduro de potasio (KI)
Agua destilada: completar hasta 100 mL
Preparación:
Disolver el KI en 2030 mL de agua destilada (ayuda a solubilizar el
yodo).
Agregar el yodo poco a poco mientras se agita; observarás que se
disuelve lentamente y la solución se vuelve marrón oscura.
Completar con agua destilada hasta 100 mL.
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¡Descarga practica enzima amilasa y más Guías, Proyectos, Investigaciones en PDF de Ingeniería de Procesos Alimentarios solo en Docsity!

Práctica Detección de amilasa por halo de degradación en agar con almidón I.- Fundamento La amilasa hidroliza el almidón. El almidón sin degradar forma un complejo azul con yodo (Lugol). Donde el almidón fue degradado, no hay color → aparece un halo claro alrededor del pozo o punto de aplicación. II.- Objetivo Extraer un crudo enzimático de pan rallado y evidenciar actividad amilasa por la formación de halos de aclaramiento en placas de agar con almidón tras la tinción con yodo. III.- Materiales y reactivos

  • Pan rallado fresco (sin saborizantes).
  • Buffer fosfato 50 mM o 0.05 M, pH 6. Preparación: 4.73 g de Na₂HPO₄·2H₂O fosfato disódico dihidratado (básico). y 3.12 g de NaH₂PO₄·H₂O fosfato monobásico de sodio (ácido). completado con agua destilada a 1 L.
  • Agar con almidón Preparación: ➢ Almidón soluble (de papa o maíz): 10 g ➢ Peptona: 5 g ➢ NaCl: 5 g ➢ Agar: 15 g ➢ Agua destilada: 1 litro ➢ Ajustar pH a 7.0 ± 0. ➢ Esterilizar 121 °C, 15 min
  • Solución de yodo (Lugol): 1% I₂ + 2% KI en agua destilada. ➢ 1 g de yodo sólido (I₂) ➢ 2 g de yoduro de potasio (KI) ➢ Agua destilada: completar hasta 100 mL Preparación: ➢ Disolver el KI en 20–30 mL de agua destilada (ayuda a solubilizar el yodo). ➢ Agregar el yodo poco a poco mientras se agita; observarás que se disuelve lentamente y la solución se vuelve marrón oscura. ➢ Completar con agua destilada hasta 100 mL.

➢ Guardar en frasco ámbar

  • Placas Petri estériles
  • Micropipetas y puntas
  • Mortero/bolsa estéril para homogeneizar
  • Centrífuga
  • Sacabocados de 6–8 mm,
  • Regla. Controles
  • Positivo: solución comercial de amilasa
  • Negativo: buffer solo o extracto inactivado (10 min a 95 °C). Bioseguridad
  • Nivel BSL-1. Usar guantes y gafas.
  • Desinfectar superficies.
  • Autoclavar o clorar las placas usadas antes de desechar. IV.- Metodología A) Preparación del extracto crudo de pan
  • Pesar 5 g de pan rallado estéril en tubo de 50 mL.
  • Añadir 25 mL de buffer.
  • Mezclar vigorosamente 5 min (vortex o agitación).
  • Reposar 10 min en hielo y centrifugar 10 min a 4,000–5,000 g (si no hay centrífuga, decantar).
  • Conservar el sobrenadante: es el extracto enzimático. B) Placas de agar con almidón
  • Preparar y verter las placas.
  • Con el sacabocados, hacer pozos (6–8 mm) separados ≥2 cm; retirar el cilindro de agar.
  • Usa una aguja estéril, para empujar y sacar el cilindro del sacabocados.
  • Haz los demás pozos a distancia de al menos 2 cm entre centros, para evitar que los halos se mezclen.
  • En una placa estándar (90 mm) puedes hacer 3 a 4 pozos máximo de forma equidistante. C) Siembra (pozos) y controles
  • Cargar 50–80 μL del extracto enzimático en cada pozo.
  • Pozo control positivo: 50 μL amilasa comercial.
  • Pozo control negativo: 50 μL de buffer o extracto inactivado por calor.
  • Después de aplicar los uL, deja que el líquido se absorba 10–15 minutos antes de incubar

El DNS reacciona con ellos en condiciones alcalinas y con calor, produciendo un color naranja/rojizo cuya intensidad (absorbancia) es proporcional a la cantidad de azúcar liberado. Reacción química básica calor ➢ Azúcar reductor + DNS (amarillo) → AMINO-NITROSALICILATO (anaranjado / rojo) ➢ La reacción se mide a 540 nm en un espectrofotómetro. ➢ Cuanto más oscuro el color → más glucosa (o maltosa) producida → mayor actividad de amilasa. Metodología

  • Preparas una mezcla reacción: ➢ Sustrato: solución de almidón soluble (por ejemplo, 1% p/v). ➢ Enzima: tu extracto de amilasa. ➢ Buffer: fosfato 50 mM, pH 6.9 (condiciones óptimas). ➢ Temperatura: 37 °C.
  • Incubas un tiempo definido (por ejemplo 10 min).
  • Añades DNS para detener la reacción y formar el color (hierves 5 min).
  • Enfrías y lees absorbancia a 540 nm.
  • Usas una curva de calibración de glucosa (o maltosa) para convertir la absorbancia en μmol de azúcar liberado. Curva patrón de glucosa Se preparan soluciones de glucosa estándar (0, 20, 40, 60, 80, 100 μg/mL, etc.). A cada una se le añade DNS y se mide la absorbancia a 540 nm. De ahí se obtiene una ecuación lineal: A540 = m[glucosa] + b Con esa ecuación puedes convertir las absorbancias de tus muestras en μmol de glucosa liberado. Definición de 1 Unidad Enzimática (U)
  • La unidad enzimática es una forma universal de expresar la actividad.
  • En el caso de la amilasa: ➢ 1 U de amilasa = cantidad de enzima que libera 1 μmol de glucosa por minuto, a 37 °C y pH 6.9. Esto significa:
  • Si tu muestra produce 10 μmol de glucosa en 10 minutos → tiene 1 U.
  • Si libera 50 μmol en 5 minutos → 10 U. Cálculo del resultado Supón que en tu ensayo obtuviste estos datos: Parámetro Valor Glucosa liberada (de curva) 25 μmol Tiempo de reacción 5 min Volumen de enzima usado 1 mL UmL = μmol de glucosa Minutos × volumen de muestra (mL) UmL = 25 5 x 1 (mL) UmL = 5 U/mL Eso significa que cada mililitro de tu extracto enzimático libera 5 μmol de glucosa por minuto. 4.3. Controles de calidad y solución de problemas
  • No aparece halo: pH o temperatura no óptimos; extracto muy diluido; placas muy secas; yodo viejo.
  • Halos muy difusos: exceso de tiempo antes de teñir; agar delgado; pozos muy grandes.
  • Halo en negativo: contaminación cruzada; pozo rebalsó → repetir.
  • Halos muy pequeños: aumentar volumen de muestra (hasta 100 μL) o tiempo de incubación.