Docsity
Docsity

Prepara tus exámenes
Prepara tus exámenes

Prepara tus exámenes y mejora tus resultados gracias a la gran cantidad de recursos disponibles en Docsity


Consigue puntos base para descargar
Consigue puntos base para descargar

Gana puntos ayudando a otros estudiantes o consíguelos activando un Plan Premium


Orientación Universidad
Orientación Universidad


Practicas parasitología, Guías, Proyectos, Investigaciones de Parasitología

Practicas de examen directo con solución salina fisiológica y examen directo con Lugol, método graham y tinción de kinyoun. Introducción, procedimiento, materiales, resultados, observaciones y conclusiones

Tipo: Guías, Proyectos, Investigaciones

2020/2021

Subido el 18/06/2021

dulce-villarruel
dulce-villarruel 🇲🇽

1 documento

1 / 19

Toggle sidebar

Esta página no es visible en la vista previa

¡No te pierdas las partes importantes!

bg1
PRÁCTICA No. 1
MÉTODOS COPROPARASITOSCÓPICOS CUALITATIVOS DIRECTOS
Tipo de práctica: individual Duración de la práctica: 2 h
OBJETIVOS
1. Conocer el fundamento, procedimiento, ventajas y desventajas de los métodos CPS
cualitativos directos.
2. Aplicar el examen directo con solución salina fisiológica (amiba en fresco) y el examen directo
con Lugol.
3. Identificar parásitos, bacterias, células, almidón y restos fecales
INTRODUCCIÓN
El propósito del examen directo con solución salina fisiológica es reconocer trofozoítos de
protozoos y otros estadios de estos y de helmintos como larvas o huevos o algunos otros
elementos que suelen aparecer como los leucocitos, eritrocitos, cristales de Charcot-Leyden.
La motilidad de los trofozoítos y los cuerpos cromatoides dentro de un quiste pueden ser más
fáciles
visto en el montaje húmedo directo que en otros tipos de preparaciones. Este es el mejor
método para detectar trofozoitos en una amebiasis invasora por Entamoeba histolytica en
heces o en otros productos humanos. De igual manera sirve para dar cuenta de algunos
helmintos y así estimar la intensidad de la infección que se tiene.
En el caso del examen en directo con Lugol se usa para procesar núcleos y la mayoría de las
demás características dentro de los quites. También es útil para colorear de forma temporal
trofozoitos y quiste de protozoos. También inmoviliza y colorea estructuras internas de larvas
para identificar su morfología específica. Los trofozoitos suelen estar distorsionados en esta
preparación, mientras que los huevos y las larvas de helmintos son reconocibles; sin embargo,
los detalles morfológicos internos a veces se oscurecen por la tinción.
En el caso de los ooquistescomunmente no absorben el yodo y permanecen altamente
refráctiles, mientras que las levaduras y otros desechos fecales adquieren un color amarillo. Sin
embargo, este método tiende a coagular las partículas fecales y reducir la naturaleza refráctil
del organismo.
Sin embargo, si la solución es demasiado débil, la morfología interna de los organismos no se
tiñe adecuadamente.
MUESTRA BIOLÓGICA
Heces fecales
MATERIAL
2 portaobjetos
2 aplicadores de madera
2 cubreobjetos de 22 x 22 mm
2 pipetas Pasteur en caso de que la muestra sea acuosa.
REACTIVOS
Solución salina fisiológica
Solución de Lugol
EQUIPO
Microscopio
pf3
pf4
pf5
pf8
pf9
pfa
pfd
pfe
pff
pf12
pf13

Vista previa parcial del texto

¡Descarga Practicas parasitología y más Guías, Proyectos, Investigaciones en PDF de Parasitología solo en Docsity!

PRÁCTICA No. 1

MÉTODOS COPROPARASITOSCÓPICOS CUALITATIVOS DIRECTOS

Tipo de práctica: individual Duración de la práctica: 2 h OBJETIVOS

  1. Conocer el fundamento, procedimiento, ventajas y desventajas de los métodos CPS cualitativos directos.
  2. Aplicar el examen directo con solución salina fisiológica (amiba en fresco) y el examen directo con Lugol.
  3. Identificar parásitos, bacterias, células, almidón y restos fecales INTRODUCCIÓN El propósito del examen directo con solución salina fisiológica es reconocer trofozoítos de protozoos y otros estadios de estos y de helmintos como larvas o huevos o algunos otros elementos que suelen aparecer como los leucocitos, eritrocitos, cristales de Charcot-Leyden. La motilidad de los trofozoítos y los cuerpos cromatoides dentro de un quiste pueden ser más fáciles visto en el montaje húmedo directo que en otros tipos de preparaciones. Este es el mejor método para detectar trofozoitos en una amebiasis invasora por Entamoeba histolytica en heces o en otros productos humanos. De igual manera sirve para dar cuenta de algunos helmintos y así estimar la intensidad de la infección que se tiene. En el caso del examen en directo con Lugol se usa para procesar núcleos y la mayoría de las demás características dentro de los quites. También es útil para colorear de forma temporal trofozoitos y quiste de protozoos. También inmoviliza y colorea estructuras internas de larvas para identificar su morfología específica. Los trofozoitos suelen estar distorsionados en esta preparación, mientras que los huevos y las larvas de helmintos son reconocibles; sin embargo, los detalles morfológicos internos a veces se oscurecen por la tinción. En el caso de los ooquistescomunmente no absorben el yodo y permanecen altamente refráctiles, mientras que las levaduras y otros desechos fecales adquieren un color amarillo. Sin embargo, este método tiende a coagular las partículas fecales y reducir la naturaleza refráctil del organismo. Sin embargo, si la solución es demasiado débil, la morfología interna de los organismos no se tiñe adecuadamente. MUESTRA BIOLÓGICA Heces fecales MATERIAL 2 portaobjetos 2 aplicadores de madera 2 cubreobjetos de 22 x 22 mm 2 pipetas Pasteur en caso de que la muestra sea acuosa. REACTIVOS Solución salina fisiológica Solución de Lugol EQUIPO Microscopio

TÉCNICAS: Examen directo en fresco y examen directo con solución de Lugol PROCEDIMIENTO Amiba en fresco

  1. Marcar el portaobjetos con el número 1 para la identificación
  2. Coloque una gota de solución salina en el portaobjetos
  3. Tome una cantidad muy pequeña de muestra fecal (aproximadamente la cantidad recogida en el extremo de un aplicador) y emulsionar completamente las heces en la solución salina.
  4. Coloque un cubreobjetos de 22 mm en la suspensión.
  1. Colocar una cantidad pequeña de muestra fecal y emulsionar completamente las heces en la solución salina.
  2. Cubrir la muestra con un portaobjetos.
  3. Observar la preparación utilizando el objetivo 10x. Toda el área del cubreobjetos debe ser examinado.
  4. Se examinará con el objetivo de 40x para un estudio mas detallado.

Control de Calidad

❖ Verificar que la solución salina esté limpia, sin contaminación de bacterias, hongos o protozoos de vida libre. ❖ Verificar que la solución de Lugol tenga la concentración adecuada. Cambiar cada vez que la solución esté muy pálida. ❖ Asegurarse de tener la batería para coloración de ooquistes de apicomplexa intestinales y preparaciones control. Microscopio: Limpiar el microscopio después de cada uso, y de forma exhaustiva al terminar la práctica, utilizar servilletas de papel, nunca tela. Revisarlo y limpiarlo semestralmente por un técnico especializado y calibrarlo una vez al año. Reactivos: Checar la solución de trabajo de Lugol cada vez que se utilice o una vez a la semana. Esta solución deberá estar limpia, libre de contaminación bacteriana o micótica. Preparación: Realizar una preparación que no sea ni muy gruesa, ni muy delgada y observarla inmediatamente de forma sistemática y antes de que se reseque. El grosor está determinado por que se podrá leer el periódico a través de ella. . RESULTADOS Positivo. Se identificó huevo no fertilizado de Ascaris lumbricoides en la muestra analizada Positivo. Se identificó quiste de Entamoeba coli en la muestra analizada

Lavar y desinfectar la bata con hipoclorito de Sodio al 0.1%, después de cada sesión de laboratorio. Y tomar un baño una vez que termine la jornada de trabajo. Alergia al látex Muchas personas que usan productos de látex no tienen problemas de salud. La alergia al látex puede ser resultado de exposiciones repetidas a las proteínas en el látex de goma natural a través de la piel o inhalación. Las reacciones usualmente comienzan a los minutos de la exposición al látex, pero pueden ocurrir horas más tarde y pueden ser salpullidos e inflamación de la piel, irritación respiratoria, picor, síntomas de sinusitis nasal o de ojo, asma, y en raros casos shock. La alergia al látex también está asociada con alergias a algunos alimentos como aguacates, papas, guineos (plátanos), tomates, castañas, kiwi, y papaya. Los grupos en riesgo de desarrollar alergia al látex por exposición constante incluyen: médicos, enfermeras, dentistas, empleados de sala de operaciones, técnicos de laboratorio, y empleados domésticos. El Instituto Nacional para la Salud y la Seguridad Ocupacional (NIOSH) recomienda: o Reconocer los síntomas de alergia al látex. o Usar guantes sin polvo pues estos tienen un contenido de proteínas reducido. o No usar lociones o cremas de mano con base de aceite. o Evitar el contacto directo con guantes de látex, si desarrolla síntomas de alergia o Evite estar en áreas donde pueda inhalar el polvo de los guantes de látex que otras personas estén utilizando. o Después de quitarse los guantes de látex, se debe lavar las manos con jabón suave y secarlas bien. o Notifique a su profesor, médicos, enfermeras, y dentistas que usted es alérgico al látex DISPOSICIÓN DE DESECHOS FÍSICOS, QUÍMICOS Y BIOLÓGICOS Colocar en tres vasos desechables solución de hipoclorito de Sodio a una concentración de 5000 ppm y en uno colocar los portaobjetos, en otro los cubreobjetos y en el último los aplicadores de madera durante un tiempo mínimo de 30 minutos, para posteriormente descartar el líquido por el vertedero y simultáneamente agregar agua en forma abundante. Los portaobjetos lavarlos con solución jabonosa y todo el contenido del otro vaso colocarlo en la basura común. Al frasco que contiene materia fecal cal. Cerrar el frasco y desechar a la basura común

Práctica No.

MÉTODO DE GRAHAM E DENTIFICACIÓN DE LA HEMBRA Y HUEVOS DE

Enterobius vermicularis

Tipo de práctica: individual Duración de la práctica: 2 h OBJETIVOS

  1. Identificar los huevos de E. vermicularis obtenidos por el método de Graham y en una solución de Lugol.
  2. Conocer cuales huevos de helmintos también pueden recuperarse mediante el empleo del método de Graham.
  3. Conocer los criterios de la etapa preanalítica del control de calidad para la toma de muestra de un raspado perianal. INTRODUCCIÓN El método Graham es de mucha ayuda para la identificación de los huevos de Enterobius vermicularis el cual es causante de la enterobiasis u oxiuriasis. Consiste en recoger muestras del ano de la persona a primera hora de la mañana con ayuda de una cinta adhesiva transparente que se extiende posteriormente sobre una lámina portaobjetos se realiza así debido a que las hembras migran a la región exterior del ano, en donde depositan huevos infectantes, que es una razón por la cual casi nunca se ven en las heces. De igual manera también se podría diagnosticar Taenia solium ya que en veces las proglótides se deslizan hacia el área perianal, estos se desprender de la estróbilo y forzan el esfínter anal, y así es como dejan rastros de huevos en la región perianal. Por lo general, la recolección de muestra tiene que ser antes de que la personas defequen o se bañen ya que de lo contrario la prueba no tendrá el resultado esperado ya que los huevos adheridos habrán sido eliminados o desplazados a otra parte del espacio perianal. La recolección se realiza en tres días diferentes para tener mayor seguridad en el diagnóstico. En si el propósito de este método es recobrar los huevos de Enterobius vermicularis o de Taenia solium de la regional perianal y anal de las personas afectadas. El método Graham es el método indicado para la identificación de Enterobius vermicularis mientras que para el diagnóstico de infección por Taenia solium se utiliza este en combinación con otros para un mejor diagnóstico. MUESTRAS BIOLÓGICAS Raspado perianal (control positivo) Control positivo (huevos de Enterobius vermicularis )
  1. Observar con 10X y luego con 40X.
  2. Tomar foto o dibujar a color lo observado y contestar el apartado de resultados Para el examen directo con Lugol:
  3. Disponer de 2 vasos desechables con hipoclorito de sodio a 5000 (uno será para el aplicadores de madera y el otro para el portaobjetos y cubreobjetos).
  4. Identificar el portaobjetos y colocar una gota de solución de Lugol.
  5. Mezclar con el aplicador el frasco o el recipiente donde se encuentra la muestra positiva y tapar perfectamente el frasco.
  6. Tomar una gota de muestra con el aplicador y suspenderla en el portaobjetos y cubrir con el cubreobjetos.
  7. Observar con objetivo de 10 X y luego con 40 X.
  8. Identificar el huevo de E. vermicularis. 7. Tomar foto o dibujar a color lo observado y contestar el apartado de resultados

RESULTADOS

Positivo. Se identificaron huevos de Enteroboius vermicularis en la muestra analizada. OBSERVACIONES Se pudieron observar con claridad los huevos de Enterobius vermicularis y fue fácil su identificación. CONCLUSIONES Podemos concluir que el metodo de Graham es un test muy sencillo de realizar pero al igual forma se tienen que tener extremado cuidado al realizarlo ya que corre el riesgo de contraer la infecciòn si no se lleva adecuadamente el procedimiento. BIBLIOGRAFÍA Girard de Kaminsky, R., 2014. Técnicas para Laboratorios de Atención Primaria de Salud y para el Diagnóstico de las Enfermedades Infecciosas Desatendidas. 3rd ed. Honduras, p. 54. MEDIDAS DE SEGURIDAD Y SALUD OCUPACIONAL Todas las muestras de heces deben manipularse como si fueran potencialmente infectivas para evitar las transmisiones de la mano a la boca. Los huevos de Ascaris pueden sobrevivir en formalina al 5%. Las muestras fecales frescas también pueden contener patógenos como Salmonella, Shigella o virus. Es esencial lavar y desinfectar Sus manos de acuerdo a los lineamientos establecidos por la OMS (2014), para este fin. Se recomienda portar los lentes de seguridad cuando manipule las muestras de heces fecales así como si como cuando realice la limpieza del material, para evitar salpicaduras de las heces y del desinfectante. Si llegara a ocurrir un derrame de heces sobre la meseta de trabajo o el piso, coloque toallas de papel u otro material absorbente y vacié una solución de hipoclorito de Sodio a 5000 ppm, deje reaccionar 30 min. Limpiar nuevamente la superficie con desinfectante a la misma concentración y realizar limpieza con agua y jabón. La persona involucrada en este procedimiento debe utilizar cubrebocas, guantes, mascarilla y bata. Todo el material involucrado en la desinfección y limpieza debe colocarse en la basura común.

PRÁCTICA No. 4 TINCION DE KINYOUN E IDENTIFICACIÓN DE PROTOZOARIOS EMERGENTES INTESTINALES Tipo de práctica: individual Duración de la práctica: 3 h OBJETIVOS

  1. Realizar el procedimiento de la tinción acido alcohol resistente modificada de Kinyoun para el diagnóstico de Cryptosporidium spp, Cyclospora cayetanensis y Cytoisospora belli.
  2. I dentificar las características morfológicas y tintoriales de los ooquistes de Cryptosporidium spp, Cyclospora cayetanensis y Cystoisospora belli con tinción ácido alcohol resistente (tinción de Kinyoun). INTRODUCCIÓN La tinción Kinyoun es una técnica de coloración utilizada para teñir bacterias y parásitos, para por medio de la coloración poner en evidencia los ooquistes de apicomplexa intestinales, Cryptosporidium spp., Cytoisospora belli y Cyclospora cayetanensis excretados en heces de individuos infectados. Esta tinción viene de la modificación de la coloración de Ziehl-Neelsen; ambas técnicas se interpretan de la misma manera pero se diferencian en dos elementos: en la preparación del reactivo principal y en que la técnica de Kinyoun no utiliza calor. La tinción se basa en la resistencia al alcohol àcido y se realiza en frío, esto para evitar la destrucción de los ooquistes por la desnaturalización de sus proteínas ante altas temperaturas. El principal reactivo es la fucsina fenicada, que tiene la propiedad de unirse a los ácidos carboxìlicos de la pared celular. El fenol es capaz de disolver los lípidos de la pared celular permitiendo la entrada del colorante fucsina, el cual se queda fijo, incluso en presencia de alcohol àcido. MUESTRA BIOLÓGICA (El alumno deberá traer una muestra de materia fecal) MATERIAL 1 pipeta Pasteur 1 mechero 2 portaobjetos 1 cronometr REACTIVOS.

Metanol Q.P. Fucsina básica Ácido sulfúrico al 10% Verde brillante al 1% Aceite de inmersión EQUIPO 1 microscopio varillas para tinción y/o tren automatizado TECNICA : Tinción de Kinyoun PROCEDIMIENTO

  1. Colocar una o dos gotas de heces en el centro de un portaobjetos y extenderlas formando un halo y dejar secar al aire.
  2. Fijar con metanol absoluto durante un minuto.
  3. Cubrir con carbolfucsina por dos minutos.
  4. Enjuagar levemente el portaobjetos ((tres a cinco segundos) con etanol al 50%.
  5. Enjuagar el portaobjetos completamente con agua destilada
  1. Montar el portaobjetos con medio de montaje y cubreobjetos
  2. Observar la preparación, utilizando el objetivo de inmersión. Interpretación: El citoplasma de los quistes y trofozoítos bien fijados y teñidos es azul verdoso, con manchas púrpura, la cromatina nuclear, los cuerpos cromatoidales y los eritrocitos fagocitados aparecen rojos o rojo púrpura. El fondo es verde. Consideraciones especiales Las muestras preservadas con alcohol polivinílico no son aceptadas para esta tinción. Para confirmar que se trata de ooquistes de coccidias intestinales se recomienda medirlos con un micrómetro calibrado. Una muestra concentrada es esencial para la demostración de los ooquistes (500 x g por 10 minutos). El número de parásitos visto en la muestra puede variar de pocos a numerosos. Para las muestras que presenten consistencia mucoide, se recomienda adicionar 10 gotas de KOH al 10% al sedimento y pasar por un vortex hasta lograr la homogeneidad, luego enjuagar con formol al 10% y centrifugar (500 x g for 10 minutos). Sin decantar el sobrenadante tomar una gota del sedimento y realizar un frotis delgado y dejar secar para posteriormente teñirlo.(CLSI, 2005). Interpretación OOQUISTE: color rosa mexicano. FONDO: verde.

RECOMENDACIONES:

Elaborar frotis ni muy grueso ni muy delgado. Dejar reaccionar los tiempos indicados Considerar los tiempos para cada lote de colorantes. RESULTADOS Positivo. Se identificaron ooquistes de Cystoisospora belli en la muestra analizada