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Laboratorio microbiologico, Ejercicios de Microbiología

Centro de Altos Estudios de Moda (CEAM)Microbiología

Practica de laboratorio en microbiologia, banco de preguntas con desarrollo y observacion

Tipo: Ejercicios

2020/2021

Subido el 21/11/2021

Alice-Castilla-1517
Alice-Castilla-1517 🇵🇪

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PRACTICA
MORFOLOGIA BACTERIANA Y METODOS DE COLORACION
I OBJETIVOS:
1. Conocer los distintos métodos de observación de las bacterias “in vivo”.
2. Observar los microorganismos vivos en suspensión: preparaciones húmedas y colorantes
supra vitales.
3. Observar células muertas en frotis secos y teñidas con diferentes procedimientos de
coloración.
4. Identificar la morfología de las bacterias, y su clasificación de acuerdo a su coloración.
I. PREPARACIONES HUMEDAS.
A. MATERIAL.
- Microscopio
- Laminas portaobjetos
- Cubreobjetos
- Solución fisiológica
- Asas de platino
- Muestras
B. PROCEDIMIENTO (OBSERVE )
B.1 LIQUIDO BIOLOGICO
. Colocar la muestra de orina en un tubo de ensayo de 13x100 y centrifugar por
5 minutos a 3000 r.p.m.
. Eliminar el sobrenadante.
. Colocar el sedimento en un portaobjetos y colocar un cubreobjetos
. Observar al microscopio con objetivo de 40x
OBSERVACION
. Células epiteliales
. Leucócitos
. Microrganismos (bactérias, hongos U OTROS)
INTERPRETACION Y CONCLUSIONES
Mediante el microscopio se puede observar algunos cristales, también a las
células epiteliales, pero en muy poca cantidad. Por ultimo, alguno pocos
leucocitos.
En conclusión, se pudo observar y conocer acerca de las células que posee la
orina, al mismo tiempo, los cristales que se ubican en ella. Esto es importante,
ya que de estos mismos cristales sirven de ayuda para ver el estado de salud de
las personas.
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PRACTICA

MORFOLOGIA BACTERIANA Y METODOS DE COLORACION

I OBJETIVOS:

  1. Conocer los distintos métodos de observación de las bacterias “in vivo”.
  2. Observar los microorganismos vivos en suspensión: preparaciones húmedas y colorantes supra vitales.
  3. Observar células muertas en frotis secos y teñidas con diferentes procedimientos de coloración.
  4. Identificar la morfología de las bacterias, y su clasificación de acuerdo a su coloración. I. PREPARACIONES HUMEDAS. A. MATERIAL.
  • Microscopio
  • Laminas portaobjetos
  • Cubreobjetos
  • Solución fisiológica
  • Asas de platino
  • Muestras B. PROCEDIMIENTO (OBSERVE ) B.1 LIQUIDO BIOLOGICO . Colocar la muestra de orina en un tubo de ensayo de 13x100 y centrifugar por 5 minutos a 3000 r.p.m. . Eliminar el sobrenadante. . Colocar el sedimento en un portaobjetos y colocar un cubreobjetos . Observar al microscopio con objetivo de 40x OBSERVACION . Células epiteliales . Leucócitos . Microrganismos (bactérias, hongos U OTROS) INTERPRETACION Y CONCLUSIONES Mediante el microscopio se puede observar algunos cristales, también a las células epiteliales, pero en muy poca cantidad. Por ultimo, alguno pocos leucocitos. En conclusión, se pudo observar y conocer acerca de las células que posee la orina, al mismo tiempo, los cristales que se ubican en ella. Esto es importante, ya que de estos mismos cristales sirven de ayuda para ver el estado de salud de las personas.

II. COLORACIONES VITALES

Estos tipos de exámenes pueden considerarse como preparaciones en fresco o como técnicas intermedias entre estas y las preparaciones fijadas y coloreadas. Son montajes de materia viva tenidas. A. MATERIAL

  • Microscopio
  • Laminas portaobjetos y cubreobjetos
  • Solución de azul de metileno (1/1000)
  • Asas de platino
  • Gérmenes B: PROCEDIMIENTO
  • Sobre el portaobjetos colocar una gota de colorante azul de metileno.
  • Colocar una gota de muestra a examinar y con ayuda del asa de Kolle mezclar.
  • Observar al microscopio con el objetivo de 40x. OBSERVACION (DESCRIBA SEGÚN LO MOSTRADO) Se observar microorganismo en movimientos como bacterias, basilos, entre otros. Esto presentan una coloración azulada producto del azul de metileno. INTERPRETACION Y CONCLUSIONES Se puede inferir que las tinciones supra vitales se realizan sobre células y tejido vivos. Sin embargo, estos están aislados del organismo de procedencia. En conclusión, se aprendió correctamente a usar de manera adecuada la tinción azul de metileno, con el objetivo de contrastar orgánulos celulares y asi lograr su diferenciación.
  • Con el asa tome una pequeña porción del cultivo en medio sólido y disuelva en la gota de agua (cuando el medio de cultivo es medio liquido no necesita agua) los frotices que se obtengan no deben ser muy gruesos ni muy finos.
  • Dejar secar a temperatura ambiente o pasando por la llama suavemente para obtener la fijación del frotis.
  • Cubrir la preparación con el colorante de azul de metileno 1% y se deja actuar de uno a 5 minutos.
  • Lavar bien con agua corriente, evitando que el chorro de agua caiga directamente sobre el frotis, hasta quitar el exceso de colorante.
  • Secar al aire, a temperatura ambiente.
  • Observar al microscopio con lente de inmersión (100x) y con aceite de inmersión. OBSERVACION Se puede observar estructuras redondeadas, compatibles a cocos y agrupadas. A demás, se ve dos estructuras de color azul mas grandes y redondeadas, llamadas levaduras. INTERPRETACION Y CONCLUSION Se puede inferior que, en este caso la tinción simple ayudo a distinguir los diferentes microorganismo, cabe recalcar que esto es posible, gracias a que posee solo un colorante. En esta preparación se usó el azul de metileno. En conclusión, la tinción simple al ser de un solo colorante permite de manera exitosa apreciar los diversos microorganismos de la muestra fija. Tiñe el microrganismo entero permitiendo reconocer la estructura y morfología. IV. COLORACIONES DIFERENCIALES OBJETIVOS
  • Realizar la coloración de Gram. y diferenciar los microorganismos Gram positivos y Gram negativos.
  • Observar la morfología, distribución y Gram de los diferentes microorganismos y determinar el posible género.
  • Determinar en qué casos un microorganismo Gram positivo puede observarse como Gram negativo.
  • Realizar la coloración de Ziehl neelsen y visualizar los bacilos ácido-alcohol resistentes BAAR.
  • Emplear la clasificación de CDC y OMS para la emisión de resultados de los BAAR. INTRODUCCION
  1. TAMAÑO Y FORMAS BACTERIANAS Las bacterias presentan una amplia variedad de tamaños, y aparecen vistos al microscopio óptico como esferas (cocos), cilindros (bacilos) y espirales (espiroquetas). Los cocos libres aparecen como células esféricas aisladas, en pares como diplococos, en cadenas como estreptococos, en racimos como estafilococos, los bacilos pueden ser muy cortos denominados cocobacilos, los extremos de los bacilos pueden ser suavemente redondos como la salmonella Typha, o cuadrados como el bacillus antracis. Los bastones bacterianos curvos o espirilos, varían desde pequeños en forma de coma, levemente helicoidales con una sola curvatura como vibrio cholerae, a formas largas y sinuosas tales como el treponema. Las células de muchos géneros familiares de bacterias tienen una entre tres formas rápidas distinguibles: a) Bastones rectos b) esferas c) bastones largos helicoidales.
  2. PARED CELULAR. La pared celular encontrada en todas las bacterias con excepción de los Micoplasmas, protege a la célula de los medios de baja presión osmótica y mantiene la forma. La pared celular está compuesta por un glucopeptido único para las bacterias. El espesor oscila generalmente entre 0.150 um de espesor, pudiendo incluso alcanzar 0.8 um (Lactobacillus). Las paredes de las células jóvenes son más delgadas que las células de cultivo antiguo.
  3. DIFERENCIAS ENTRE ENVOLTURAS CELULARES GRAMPOSITIVAS Y GRAMNEGATIVAS GRAMPOSITIVAS Producción de polisacáridos, conocidos como ácidos teicoicos, una capa de la pared celular relativamente gruesa, contigua y que recubre la membrana plasmática. GRAMNEGATIVAS Presentan 3 capas de envoltura distintas, dispuestas de manera laxa, estas incluyen la membrana externa (ME), envoltura, arrugada con surcos u ondulante, que contienen el antígeno O somático conocido como liposacarido LPS, una capa densa intermedia, y la membrana plasmática interna. Un espesor de 0.0075 um. A. La membrana externa, sirve como membrana de permeabilidad selectiva que mantiene afuera a sustancias hidrófobas y sustancias hidrófilas por encima de cierto tamaño y retiene las proteínas plasmáticas. La membrana exterior es una típica capa doble de fosfolípidos en la cual los fosfolípidos de la capa más externa han sido sustituidos por moléculas de PLS. B. Porinas. Halladas en la membrana externa y con un peso molecular de 35,000, forman los poros transmembrana o canales de difusión que permite el pasaje de pequeñas moléculas hidrófilas a través de la membrana externa. C. Lipoproteína. Es la proteína más abundante en las células Gramnegativas, su función consiste es estabilizar la membrana externa y anclarla a la capa de peptidoglicano. D. LPS. Conocido como lípido A, consiste en unidades del disacárido de glucosalina fosforilada que tiene unidos varios ácidos grasos de cadena larga. Es termoestable, letalmente toxico, pirogénico. E. Protoplasto y Esferoplasto. La capa de glucopeptidos de la pared celular puede eliminarse mediante hidrólisis con lisozimas, pero es estabilizada en soluciones hipertónicas de sacarosa.

III. PARTE EXPERIMENTAL

A. MATERIAL

  • Microscopio
  • Laminas portaobjetos
  • Set. Para coloración de Gram
  • Set. Para coloración de Ziehl Neelsen
  • Asas de platino
  • Muestras
  • Aceite de inmersión
  1. TINCION DE GRAM A. FUNDAMENTO El cristal violeta actúa como colorante primario, que se une a la pared celular bacteriana luego de un tratamiento con una solución débil de yodo (Mordiente), Algunas bacterias debido a su naturaleza química de sus paredes celulares, poseen la capacidad de retener el cristal violeta, aun luego del tratamiento con un decolorante orgánico, tal como una mezcla de alcohol y acetona. Tales bacterias se denominan Grampositivas. Las bacterias Gramnegativas debido a su mayor contenido lipidito en su pared celular, pierden la coloración primaria del cristal violeta cuando son tratadas con el decolorante. El colorante secundario o de contraste utilizado es la safranina. Las bacterias Gramnegativos que han perdido el cristal violeta, aparecen rojas o rosadas vistas al microscopio, habiendo fijado la safranina como contracolor a sus paredes celulares. Las bacterias aparecen de color azul, aunque el grado de absorción del colorante por los diferentes microorganismos es variable, y algunas estructuras como las esporas absorben el colorante con dificultad son así fácilmente diferenciables. B. REACTIVOS
  • Solución de cristal violeta 1%
  • Solución de lugol
  • Decolorante
  • Safranina 0.25% C. PROCEDIMIENTO
  • Coloque una asada del caldo nutritivo que contiene una mezcla de bacterias Gram positivas y Gram negativos sobre una lámina portaobjetos limpia.
  • Dejar secar a temperatura ambiente o pasando por la llama suavemente para obtener la fijación del frotis, con la finalidad de que el material no sea arrastrado durante el proceso de tinción.
  • Colocar el preparado sobre el soporte de tinción y cubrir la superficie con solución de cristal violeta por un minuto. Lavar bien con agua de caño.
  • Cubrir el preparado con Yodo de Gram durante un minuto, lavar con agua.
  • Sostener el portaobjetos entre el pulgar y el índice y bañar la superficie con unas gotas del decolorante acetona-alcohol hasta no arrastrar más colorante violeta. Se requiere unos 10 segundos más o menos.
  • Cubrir la superficie con la safranina durante 1 minuto. Lavar con agua de caño.
  • Secar al aire, a temperatura ambiente.
  • Observar al microscopio con lente de inmersión (100x) y con aceite de inmersión.

OBSERVACION

INTERPRETACION Y RESULTADOS

En la muestra A, se puede observar cocos Gram positivos a manera de estafilococos, estos se encuentran señalados con flechas para una mayor apreciación. Por otro lado, en la muestra B se observa señalado con flecha las estructuras de color violeta, estas corresponderían a los cocos Gram positivos. También, se observa estructuras alargadas de color rosáceo que representan a bacilos Gram negativos. Es importante mencionar que las tinciones usadas en laboratorio permiten el diagnostico acertado de agentes infecciosos. Esto genera gran utilidad al momento de ejecutar diagnósticos iniciales, debido a que proporcionan contraste entre los microorganismos y el medio que los rodeo. Al mismo tiempo, esta acción permite el estudio de las estructuras internas bacterianas. CONCLUSIONES FINALES

  • Se pudo conocer los distintos métodos de observación de las bacterias “in vivo”.
  • Se observó los microorganismos vivos en suspensión: preparaciones húmedas y colorantes supra vitales.
  • Se pudo observar las células muertas en frotis secos y teñidas con diferentes procedimientos de coloración. Esto se cumplió con ayuda del microscopio.
  • Se identifico con éxito la morfología de las bacterias, y su clasificación de gracias a los diferentes tipos de coloración. NO HAY SUGERENCIAS BIBLIOGRAFIA
  • Méd. Marca E. ( 2021 ) Morfología bacteriana y métodos de coloración. Perú: Universidad Privada de Tacna. Recuperado de: Clase practica desarrollada el primero de octubre del presente año.

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