Microtubulos, Apuntes de Citología e Histología Vegetal y Animal

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igual que los filamentos de actina, los microtúbulos sufren intercambio rotatorio (Fig. 12.43), un comportamiento dinámico en el que las moléculas de tubulina unidas a GTP se liberan continuamente del extremo «menos» y son reemplazadas por la adición de moléculas de tubulina unida a GTP al extremo «más» del mismo microtúbulo. En los microtúbulos, la hidrólisis de GTP también conduce a un comportamiento que se conoce como inestabilidad dinámica, en el que los microtúbulos individuales alternan entre ciclos de crecimiento y de acortamiento (Fig. 12.44). El que un microtúbulo crezca o se acorte viene determinado por la velocidad de adición de la tubulina respecto a la velocidad de hidrólisis del GTP. Mientras las nuevas moléculas de tubulina unidas a GTP se añadan a mayor velocidad que la de hidrólisis del GTP, el microtúbulo mantiene una caperuza de GTP en su extremo «más» y el crecimiento del microtúbulo continúa. Sin embargo, si la velocidad de polimerización decrece, el GTP fijado a la tubulina en el extremo «más» del microtúbulo será hidrolizado a GDP. Si esto ocurre, la tubulina unida a GDP se disociará, dando lugar a una rápida despolimerización y acortamiento del microtúbulo.

La inestabilidad dinámica, da lugar a una renovación continua y rápida de la mayor parte de los microtúbulos, que presentan una vida media en la célula de sólo varios minutos. Como se verá más adelante, esta rápida renovación de los microtúbulos es especialmente importante para el remodelado del citoesqueleto que tiene lugar durante la mitosis. Debido al papel central de los microtúbulos en la mitosis, los fármacos que afectan al ensamblaje de los microtúbulos no sólo son útiles como herramientas experimentales en biología celular sino también en el tratamiento del cáncer. La colchicina y la colcemida son ejemplos de fármacos experimentales empleados comúnmente que se unen a la tubulina e inhiben la polimerización del microtúbulo, bloqueando de esta forma la mitosis. Dos fármacos relacionados (vincristina y vinblastina) se usan en la quimioterapia del cáncer debido a que inhiben de forma selectiva a las células en rápida división. Otro fármaco utilizado, el taxol, estabiliza los microtúbulos en vez de inhibir su ensamblaje. Dicha estabilización también bloquea la división celular, y el taxol se utiliza como agente anticanceroso y como herramienta experimental.

Ensamblaje de los microtúbulos

En las células animales, la mayoría de los microtúbulos se extienden hacia fuera desde el centrosoma, que se localiza junto al núcleo cerca del centro de las células interfásicas (no están en división) (Fig. 12.45). Durante la mitosis, de forma similar. los microtúbulos se

α y β son susceptibles de modificación por fosforilación, acetilación, palmitolación, escisión de residuos de tirosina en el extremo carboxilo o adición de varios residuos de glutamina o glicina. Estos cambios posteriores a la traducción afectan directamente a la actividad de los microtúbulos y crean sitios para la unión específica de moléculas de MAP. De manera similar a los microfilamentos, algunas MAP estabilizan a los microtúbulos mediante la adición de caperuzas en sus extremos, mientras que otras provocan el desensamblaje de los microtúbulos, ya sea por medio de su escisión o por aumento de la tasa de despolimerización de tubulina en sus extremos. Varias MAP son proteínas de unión a extremos positivos que se unen a latubulina/GTP y actúan dirigiendo a los microtúbulos en crecimiento hacia localizaciones celulares específicas, corno la membrana plasmática.

Las interacciones con las MAP permiten a la célula estabilizar los microtúbulos de ciertas localizaciones y representan un mecanismo muy importante que determina la morfología y la polaridad celulares. Se conoce un gran número de MAP distintas que varían en función del tipo de célula. Entre ellas figuran MAP-1, MAP-2, tau (aislada en neuronas) y MAP-4, que está presente en todos los tipos celulares no neuronales de los vertebrados. La proteína tau se ha estudiado con gran detalle debido a que constituye el principal componente de las lesiones cerebrales detectadas en sujetos con enfermedad de Alzheimer. La actividad de muchas MAP se regula mediante la fosforilación, la cual permite a la célula controlar la estabilidad de los microtúbulos.

Motores microtubulares y movimientos

Los microtúbulos son responsables de diversos movimientos celulares, incluyendo el transporte intracelular y el posicionamiento de las vesículas de membrana y de los orgánulos, la protrusión de los axones de las neuronas, la separación de los cromosomas en la mitosis y el batir de los cilios y flagelos. Como se vio anteriormente para los filamentos de actina en este capítulo tiene lugar a través de dos vías: la polimerización y la despolimerización de los microtúbulos se basa en la acción de proteínas motoras que utilizan energía derivada de la hidrólisis de ATP para producir fuerza y movimiento. Los miembros de dos grandes familias de proteínas motoras — las quisinas y las dineínas— son los responsables de impulsar los diversos movimientos en los que participan los microtúbulos.

Identificación de las proteínas motoras microtubulares

La quinesina y la dineína, son los prototipos de proteínas motoras de los microtubulos, se mueven a lo largo de los microtúbulos en direcciones opuestas –la quinesina hacia el extremo «más» y la dineína hacia el extremo «menos»-. La primera de estas proteínas motoras

microtubulares que se identificó fue la dineína, que la aisló lan Gibbons en 1965. La purificación de esta forma de dineína (denominada dineína axonémica) se vio facilitada porque es una proteína muy abundante en los cilios, al igual que la abundancia de miosina facilitó que se aislara a partir de las células musculares, sin embargo, costó más identificar otros motores microtubulares debido a que las proteínas responsables de procesos como el movimiento de los cromosomas y el transporte de los orgánulos se presentan a concentraciones relativamente bajas en el citoplasma. El aislamiento de estas proteínas dependió del desarrollo de nuevos métodos experimentales para detectar la actividad de los motores moleculares en medios libres de células.

El desarrollo de los ensayos in vitro para las proteínas motoras citoplasmáticas se basó en la utilización de la microscopía vídeo-amplificada, desarrollada por Robert Alien y Shinya Inoué a principios de los años 80, para estudiar el movimiento de las vesículas de membrana y de los orgánulos a lo largo de los microtúbulos en los axones de calamar. En este método se utiliza una cámara de vídeo para aumentar el contraste de las imágenes obtenidas con un microscopio óptico, lo que mejora sustancialmente la detección de objetos pequeños y permite que se pueda seguir el movimiento de los orgánulos en las células vivas. Utilizando este abordaje, Alien, Scott Brady y Ray Lasek demostraron que el movimiento de los orgánulos también puede tener lugar en un sistema libre de células en el que se haya retirado la membrana plasmática y se haya extendido un extracto citoplasmático en una platina de cristal. Estas observaciones condujeron al desarrollo de un sisma reconstruido in vitro, que proporcionó un método capaz de detectarar proteínas celulares responsables del movimiento de los orgánulos. En 1985 Brady, junto con Ronald Vale, Thomas Reese y Michael Sheetz, se basaron en estas innovaciones para identificar la quinesina (conocida actualente como quinesina «convencional» o quinesina I) como una nueva proteína motora de los microtúbulos, presente tanto en los axones de sepia como en el cerebro bovino.

Estudios posteriores demostraron que la quinesina I se desplaza a lo largo de los microtúbulos en una única dirección —hacia el extremo «más»—. Debido a que los extremos «más» de los microtúbulos en los axones están todos orientados hacia fuera del cuerpo celular (véase Fig. 12.49), el movimiento de la quinesina en esta dirección transporta las vesículas y orgánulos hacia fuera del cuerpo celular, hacia el final del axón. Sin embargo, en axones intactos también se ha observado que las vesículas y orgánulos migran hacia el interior del cuerpo celular, lo que implica que una proteína motora distinta podría ser la responsable del movimiento a lo largo de los microtúbulos en la dirección opuesta —hacia el extremo «menos»—. De acuerdo con esta suposición, estudios posteriores mostraron que una proteína previamente identificada como la proteína asociada a microtúbulos MAP-1C era de hecho una

Una de las funciones principales de los microtúbulos es transportar macromoléculas, vesículas de membrana y orgánulos a través del citoplasma de las células eucariotas. Como ya se ha visto, dicho transporte de orgánulos citoplasmáticos resulta evidente en los axones de las células nerviosas, que pueden extenderse más de un metro de longitud. Los ribosomas sólo se localizan en el cuerpo celular y en las dendritas, por lo que las proteínas, las vesículas de membrana y los orgánulos (p. ej., mitocondrias) han de transportarse desde el cuerpo celular hasta el axón. Mediante la microscopía amplificada por vídeo se puede visualizar el transporte de las vesículas de membrana y de los orgánulos en ambas direcciones a lo largo de los microtubulos de los axones, donde la quinesina y la dineína llevan sus cargas hasta y desde los extremos de los axones, respectivamente. Por ejemplo, las vericulas secretoras que contienen neurotransmisores se transportan desde el aparato de Golgi hasta las ramas terminales del axón por la quinesina. En la dirección opuesta, la dineína citoplasmática transporta vesículas endocíticas desde el axón hacia el cuerpo celular.

En otros tipos de células los microtúbulos transportan macromoléculas, vesículas de membrana y orgánulos de forma similar. Debido a que los microtúbulos están generalmente orientados con sus extremos «menos» unidos al centrosoma y sus extremos «más» extendiéndose hacia la periferia celular, se piensa que los diferentes miembros de las familias de quinesina y dineína transportan mercancía, las vesículas y los orgánulos en direcciones opuestas a través del citoplasma (Fig. 12.51). La quinesina I y otros miembros de la familia de la quinesina que se dirigen hacia el extremo «más», transportan su carga hacia la periferia celular, mientras que las dineínas citoplasmáticas y los miembros de la familia de la quinesina que se dirigen hacía el extremo «menos» transportan los materiales hacia el centro de la célula. La selección de la mercancía puede ser muy específica. La quinesina II, un motor dirigido al extremo positivo, transporta los ARNm seleccionados hacia la corteza celular en ovocitos de Xenopus, un proceso que parece sergeneral para todos los vertebrados. La quinesina I de forma similar transporta actina en el embrión de Drosophila. Además de transportar vesículas de membrana en las vías endocíticas y secretoras, los microtúbulos y proteínas motoras asociadas posicionan los orgánulos encerrados por membranas (como el retículo endoplásmico, el aparato de Golgi, lisosomas y las mitocondrias) en el interior celular. Por ejemplo, el retículo endoplasmático se extiende a la periferia celular en asociación con los microtúbulos (Fig. 12.52). Los fármacos que despolimerizan los microtúbulos provocan que el retículo endoplasmático se retraiga hacia el centro de la célula lo que indica que se requiere la asociación con los microtúbulos para mantener al retículo endoplasmático en su estado extendido. Esta colocación del retículo endoplasmático parece requerir la acción de la quinesina (o posiblemente múltiples miembros de la familia de la quinesina), que tira del retículo endoplasmático a lo largo de los microtúbulos en dirección al extremo «más», hacia la periferia celular. De forma similar, la quinesina parece que desempeña un papel clave en la colocación de los lisosomas alejados del centro de la célula, y en los movimientos de las mitocondrias se han implicado a tres miembros diferentes de la familia de la quinesina.

Por otro lado, se cree que la dineína citoplasmática interviene en la colocación del aparato de Golgi. El aparato de Golgi se localiza en el centro de la célula, cerca del centrosoma. Si los microtúbulos se disgregan, bien por un fármaco o bien cuando la célula entra en mitosis, el Golgi se rompe en pequeñas vesículas que se dispersan por todo el citoplasma. Cuando los microtúbulos se vuelven a formar, el aparato de Golgi también se reensambla, y parece ser que las vesículas del Golgi son transportadas al centro de la célula (hacia el extremo «menos» de los microtúbulos) por la dineína citoplasmática. Por tanto, el movimiento a lo largo de los microtúbulos es responsable no sólo del transporte de vesículas, sino también de estabilizar la posición de los orgánulos con membrana en el citoplasma de las células eucariotas.

Cilios y flagelos

Los cilios y flagelos son prolongaciones de la membrana plasmática constituidas por microtúbulos, responsables del movimiento de varios tipos de células eucariotas. Los cilios aparecen en un mayor número de tipos celulares, ya que se encuentran en casi todas las células animales. Muchas bacterias también poseen flagelos pero estos flagelos procariotas son bastante diferentes de los eucariotas. Los flagelos bacterianos (que no se van a tratar) son filamentos proteicos que se proyectan desde la superficie celular, en vez de prolongaciones de la membrana plasmática sostenidas por microtúbulos.

Los cilios y los flagelos eucarióticos son estructuras muy similares, cada una con un diámetro de 0,25 μm, aproximadamente (Fig. 12.53). Muchas células están recubiertas por numerosos cilios, de alrededor de 10 μm de longitud. Los cilios baten en un movimiento coordinado de atrás hacia adelante, de tal manera que la célula se desplaza a través de un fluido o bien el fluido se desplaza sobre la superficie celular. Por ejemplo, los cilios de algunos protozoos (como el Paramecium) son los responsables tanto de la movilidad celular como del barrido de organismos hacia la cavidad oral para su alimentación. Una función importante de los cilios en los animales es el movimiento de los fluidos y del mucus sobre la superficie de las capas de células epiteliales. Un buen ejemplo viene dado por las células ciliadas que recubren el tracto respiratorio, que lo limpian de mucus y polvo. Los flagelos se diferencian de los cilios en su longitud (pueden llegar a medir 200 μm) y en su tipo de batido, que es ondulatorio. Las células generalmente tienen solamente uno o dos flagelos, que son los responsables de la locomoción de varios tipos de protozoos y de los espermatozoides.

La estructura fundamental tanto de los cilios como de los flagelos es el axonema, que está

constituido por microtúbulos y sus proteínas asociadas (Fig. 12.54). Los microtúbulos se

disponen en un patrón característico de «9 + 2» en el que un par central de microtúbulos se

encuentra rodeado por nueve dobletes de microtúbulos exteriores. Los dos microtúbulos

fusionados de cada doblete exterior son distintos: uno (denominado el túbulo A) es un

microtúbulo completo constituido por 13 protofilamentos; el otro (el túbulo B) está incompleto,

constituido solamente por 10 u 11 protofilamentos unidos al túbulo A. Los dobletes exteriores

de microtúbulos se conectan al par central mediante espinas radiales y entre sí mediante puentes

formados por una proteína denominada nexina. Además, a cada túbulo A están unidos dos

brazos de dineína, y es la actividad motora de estas dineínas axonémicas la que dirige el batido

de los cilios y flagelos.

Los extremos «menos» de los microtúbulos de los cilios y flagelos estar, unidos a un cuerpo basal que tiene una estructura similar a la del centriolo y que contiene nueve tripletes de microtúbulos (Fig. 12.55). Vimos anteriormente que los centriolos eran componentes del centrosoma, sin que su función estuviera clara. Sin embargo, los cuerpos básales tienen un papel definido en la organización de los microtúbulos del axonema. Los cuerpos basales provienen de cilios transportados hacia la membrana plasmática. Los dobletes de microtúbulos externos del axonema se forman por extensión de dos los microtúbulos de cada triplete del cuerpo basal. Por