Cuadernillo prácticas 17/18, Ejercicios de Biología

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CUADERNO DE PRÁCTICAS DE

ECOFISIOLOGÍA VEGETAL

o

GRADO EN BIOLOGÍA

CURSO 2017/

García Rodríguez, Daniel

Grupo 2, Subgrupo 2

PRÁCTICA 1: DIAGNÓSTICO DE ENFERMEDADES CAUSADAS POR FACTORES

ABIÓTICOS

OBJETIVO DE LA PRÁCTICA

Estudiaremos el desarrollo de síntomas provocados por enfermedades causadas por factores abióticos (químicos, físicos…) para poder hacer una comparación con los provocados por factores bióticos como por ejemplo patógenos.

MATERIAL Y MÉTODOS

Como material vegetal utilizaremos semillas de cebada. Estas semillas las introduciremos en un recipiente de plástico con vermiculita (medio de cultivo). En primer lugar, introducimos la vermiculita en los recipientes y la empapamos con agua, eliminando el sobrenadante para que quede húmeda pero no inundada. Tras esto, cogeremos 100 semillas de cebada y las distribuiremos en este medio de cultivo uniformemente. Una vez plantadas las semillas, cada subgrupo evaluará el desarrollo de éstas al someterlas a distintos tipos de factores abióticos. En nuestro caso, el subgrupo 2, introduciremos el recipiente en oscuridad. Iremos regando con agua del grifo (unos 50 ml en cada regada) cada día (rápidamente, para que el experimento se realice en oscuridad absoluta la mayor cantidad de tiempo posible). Una vez pasada una semana, observamos que ya han crecido las plántulas.

RESULTADOS Y CONCLUSIONES

Observamos que las plántulas poseen un color amarillento en sus hojas. Esto es debido a las condiciones de oscuridad en la que se han desarrollado, haciendo que la cantidad de clorofilas sintetizadas sea bastante menor que, por ejemplo, las plántulas de cebada del subgrupo 1 que han crecido a la luz. El estudio que realizaremos sobre estas plántulas consta de dos partes: el porcentaje de germinación de semillas y el crecimiento alcanzado por las plántulas.

• Porcentaje de germinación: Observamos que han germinado 72 semillas de las 100 que plantamos en total, por lo que ha habido un 72% de germinación en nuestro experimento.

PRÁCTICA 2: ANÁLISIS DE FITOALEXINAS

OBJETIVOS DE LA PRÁCTICA

En esta práctica, induciremos la formación de fitoalexinas en un órgano vegetal ante una situación de estrés.

MATERIAL Y MÉTODOS

El órgano vegetal que utilizaremos será un pimiento , y la sustancia que funcionará como elicitor será una disolución de CuSO 4 0'1 M. En primer lugar, inoculamos el fruto con el elicitor estéril (40 ml a través de una jeringuilla) y lo dejamos reposar unos 3 días. Transcurrido ese tiempo, recogemos el difusado en un embudo de decantación y extraemos la fitoalexina con cloroformo. Tomamos únicamente la fase orgánica, la cual se deshidrata con Na 2 SO 4 anhidro. Posteriormente lo secaremos en un rotavapor. Ahora lo disolvemos en 1 ml de cloroformo y lo agregamos a una placa de cromatografía en capa fina (TLC). Fase móvil = acetato de etilo : ciclohexano (1:1). Cuando se haya desarrollado la cromatoplaca la dividimos en dos tiras: una la revelamos con el reactivo vainilla - sulfúrico (1:1) que da color azul con el capsidiol (este es la fitoalexina del pimiento).

RESULTADOS Y CONCLUSIONES

Una vez terminada la experiencia con la cromatografía, podremos calcular en qué lugar se encuentra la fitoalexina sabiendo su posición y la distancia del frente de la muestra cromatográfica. Usaremos la fórmula del Rf: Rf = Distancia del compuesto (cm) / Distancia del frente (cm)

RESULTADOS Y CONCLUSIONES

Una vez que saquemos la placa cromatográfica, veremos que el hongo se ha extendido por toda la placa excepto por la zona (Rf) en la que se encontraba la fitoalexina. De este modo podemos observar la capacidad de ésta para combatir el hongo.

PRÁCTICA 4: BIOCONTROL

OBJETIVOS DE LA PRÁCTICA

En esta práctica realizaremos un biocontrol (ensayo de control de enfermedades vegetales utilizando para ello una serie de microorganismos). Uno de los requisitos para que la experiencia sea fructífera es que éstos sean antagonistas al microorganismo que produce la enfermedad.

MATERIAL Y MÉTODOS

Los materiales principales que utilizaremos en esta práctica son:

• Sacabocados
• Asa de siembra
• Placa de Petri
• Medio de cultivo
• Parafilm Disponemos de una placa de Petri con medio de cultivo, en la cual realizaremos las siguientes siembras: De modo que tenemos al hongo patógeno ( Fusarium ), al antagonista ( Trichoderma hatzianum ) y a la bacteria Burkholderia cepacia. A los dos primeros los extraeremos de otras placas de Petri con ayuda del sacabocados y los cultivaremos en nuestra placa. Para la bacteria, haremos una extensión (muy pequeña) por siembra con ayuda del asa de siembra. Tras esto, sellamos la placa con papel de parafilm e introducimos la placa en una estufa a unos 28oC. Fusarium Trichoderma hatzianum Burkholderia cepacia

PRÁCTICA 6: OBSERVACIÓN DE SÍNTOMAS DE ENFERMEDADES VEGETALES

OBJETIVOS DE LA PRÁCTICA

Una vez observados síntomas de diversas enfermedades vegetales mediante el programa vegetable , se nos pidió realizar un informe sobre una enfermedad a nuestra elección.

MILDIU O TIZÓN TARDÍO DE LA PATATA

El mildiu o tizón tardío de la patata es la enfermedad más importante que afecta a la patata, y sus efectos sobre la actividad económica son altamente considerables. Uno de los azotes más fuertes de esta enfermedad se produjo en Irlanda en el año 1845, provocando una gran hambruna local por la pérdida masiva de existencias de patata en ese momento. Antes de introducirnos de lleno en esta patología, debemos conocer antes a la especie afectada:

Patata ( Solanum tuberosum )

Taxonómicamente, la patata se encuentra: Reino: Plantae División: Magnoliophyta Clase: Magnoliopsida Orden: Solanales Familia: Solanaceae Género: Solanum Especie: Solanum tuberosum L., 1753 La patata podría considerarse el alimento (o uno de los alimentos) más consumido en el planeta, debido a su gran expansión de cultivo. Este aumento de dispersión de cultivos de patata tiene sus inicios cuando los conquistadores españoles llegaron a América la trajeron a Europa como una curiosidad botánica más que como un recurso alimenticio. Antes de que éstos llegaran a América, la patata ya era cultivada desde hace más de 8000 años en el altiplano andino.

Patógeno → ( Phytophthora infestans )

Se trata de un protista fungoide de la clase de los Oomicetes. No solo infecta a las patatas, sino que puede infectar a otras plantas de la familia Solanaceae , como el tomate, provocando grandes pérdidas. Además de la gran hambruna inglesa, también fue causante de la gran hambruna escocesa (1846- 1857). Taxonómicamente, a este patógeno lo encontramos: Reino: Protista Phylum: Heterokontophyta Clase: Oomycetes Orden: Peronosporales Familia: Peronosporaceae Género: Phytophthora Especie: P. infestans (Mont.) de Bary

Interacción planta-patógeno

Las primeras etapas de la plaga pasan fácilmente inadvertidas y no todas las plantas son afectadas a la vez. Los síntomas incluyen la aparición de manchas oscuras en las hojas y tallos de plantas. En condiciones de humedad aparecerá un polvo blanco debajo de las hojas y toda la planta puede colapsarse rápidamente. Los tubérculos infectados desarrollan manchas de color gris o negro y que son de color marrón rojizo por debajo de la piel. Rápidamente se pudren por una infección bacteriana secundaria y producen muy mal olor. Los tubérculos aparentemente sanos se pudrirán más tarde, mientras estén almacenados para su consumo o plantación.

Tratamientos contra la infección

Aún hoy día, el mildiu de la patata sigue siendo un problema bastante complejo de erradicar, no obstante, existen numerosos tratamientos posibles:

• Limitar la fuente de infección mediante el cultivo de semillas de buena calidad y descartar los tubérculos de temporadas anteriores, ya que podrían ser un foco de infección.
• Debido a que esta patología es provocada por numerosos factores ambientales, con ayuda de instrumentos de información meteorológica, podemos evitar posibles plagas.
• En el caso de que vayan a darse las condiciones ambientales para la extensión de la plaga, es recomendable el uso de fungicidas. La aplicación temprana o con previsiones a la existencia de la plaga será más efectiva.
• Limpieza del terreno, para que el patógeno no se propague a los tubérculos próximos.

PRÁCTICA 7: INFLUENCIA DEL pH Y DE SUSTANCIAS ALELOPÁTICAS SOBRE LA

GERMINACIÓN Y EL CRECIMIENTO DE LAS PLANTAS

OBJETIVO DE LA PRÁCTICA

En esta práctica estudiaremos el efecto de distintas sustancias alelopáticas y del pH sobre la germinación y crecimiento de semillas de trigo y tomate.

MATERIAL Y MÉTODOS

Utilizaremos:

• Semillas de trigo (en nuestro caso)
• Placas de Petri
• Discos de papel de filtro (2 por placa)
• Ácidos: gállico, vainíllico, acético (pH aprox. 3), ferúlico (el ácido gállico a concentración 5mM y los demás a concentración 3mM)
• Agua destilada
• Disolución de NaOH (pH aprox. 13) En primer lugar, repartiremos dos discos de papel de filtro por cada placa de Petri. Tras esto, empaparemos el papel con las disoluciones antes nombradas:
• Placa 1 (CONTROL): 10 ml de H 2 O
• Placa 2: 10 ml de ácido gállico
• Placa 3: 10 ml de ácido ferúlico
• Placa 4: 10 ml de ácido vainíllico
• Placa 5: 10 ml de ácido acético
• Placa 6: 10 ml de NaOH Tras esto, colocaremos 25 semillas de trigo o tomate (trigo en nuestro caso) en cada placa y las dejaremos incubar a condiciones ambientales. Estudiaremos dos factores en las semillas de cada placa, uno será el porcentaje de germinación (%) y otro será la longitud obtenida por las plántulas (Crec.) Haremos una comparación con la placa control, viendo si el crecimiento ha sido igual (=), menor (<), mucho menor (<<) o no ha habido crecimiento alguno (-).

RESULTADOS Y CONCLUSIONES

Una vez pasada una semana aproximadamente, observamos los siguientes resultados (en rojo, los resultados relacionados con las semillas de tomate; en amarillo, los relacionados con las semillas de trigo):

PRÁCTICA 8: LOCALIZACIÓN DE ESTOMAS Y VARIACIÓN DE LA DENSIDAD

ESTOMÁTICA

OBJETIVO DE LA PRÁCTICA

Realizaremos un estudio de la densidad estomática en hojas de diferentes especies vegetales. Para ello localizaremos los estomas en el haz y el envés de la hoja con la ayuda del microscopio.

MATERIAL Y MÉTODOS

Para la realización de este experimento, necesitaremos:

• Hojas frescas de diversas especies vegetales
• Bisturí
• Pinzas de punta fina
• Esmalte de uñas
• Portaobjetos
• Cubreobjetos
• Microscopio Cada subgrupo estudiará hojas de dos especies vegetales (todos veremos la hoja del clavel, y luego depende del subgrupo, otra especie vegetal). Nuestro subgrupo estudió hojas de clavel y hojas de ficus verde. ➢ En primer lugar, realizamos el estudio de la densidad estomática en hojas de clavel: Una vez que tengamos las hojas lavadas y frescas, haremos una sección cuadrangular (tanto en el haz como en el envés de la hoja) con ayuda del bisturí de 1 cm² (aproximadamente). Como obtendremos una película muy fina de epidermis, nos ayudaremos de unas pinzas de punta fina. Una vez obtenido el trozo de epidermis, lo colocaremos sobre el portaobjetos y observaremos los estomas con el objetivo 40x del microscopio. ➢ Por otro lado, estudiaremos la densidad estomática en hojas de ficus verde (en el caso de nuestro grupo): Una vez que tengamos las hojas lavadas y frescas, nos dispondremos a cubrir con esmalte tanto el envés como el haz de la hoja (unas 8/10 capas aproximadamente). Dejaremos reposar durante un día para que se cree una capa más o menos gruesa y se cree un “negativo” de la epidermis de la hoja en el esmalte. Haremos lo mismo que en el caso anterior, haremos un corte cuadrangular de 1 cm³ aproximadamente y retiraremos la capa de esmalte con ayuda del bisturí y las pinzas. Finalmente, observaremos al microscopio los estomas.

RESULTADOS Y CONCLUSIONES

Veamos algunas imágenes de lo observado en el microscopio: Si tenemos en cuenta el área de campo para el objetivo 40x (0'15 mm³), con una simple regla de tres, podremos saber cuantos estomas hay por mm³. Estos son los resultados obtenidos por los diferentes subgrupos de la clase: SUBGRUPO ESPECIE HAZ ENVÉS 1 Pittosporum 0 223 2 Ficus verde 0 247 3 Hibisco 0 113 4 Algarrobo 0 266 5 Naranjo 0 255 HOJAS DE CLAVEL (ESTOMAS/mm^3 ) SUBGRUPO HAZ ENVÉS 1 109 85 2 100 87 3 93 86 4 100 73 5 104 79