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Presentació vegetal T11, Apuntes de Biotecnología

Asignatura: CCET, Profesor: lluisa moysset, Carrera: Biotecnologia, Universidad: UB

Tipo: Apuntes

2014/2015

Subido el 10/07/2015

maikuenta
maikuenta 🇪🇸

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UNIVERSITAT DE BARCELONA
U
B
TEMA 11
Cultivo de estructuras no organizadas y
variabilidad in vitro.
Cultivo de callos.
Cultivo de células en suspensión e inmovilizadas.
Obtención de protoplastos y cultivo. Plating y
cocultivo.
Hibridación somática. Variación somaclonal.
Mutagénesis. Plantas transgénicas.
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¡Descarga Presentació vegetal T11 y más Apuntes en PDF de Biotecnología solo en Docsity!

UNIVERSITAT DE BARCELONA^ U B

TEMA 11

Cultivo de estructuras no organizadas y variabilidad in vitro****.

Cultivo de callos. Cultivo de células en suspensión e inmovilizadas. Obtención de protoplastos y cultivo. Plating y cocultivo. Hibridación somática. Variación somaclonal. Mutagénesis. Plantas transgénicas.

Cultivo de callos

Callos con distinto potencial morfogénico

Callos: variación genética del propio explante

Suspensiones celulares

Grupo de células o células aisladas - medio líquido (agitación)

a.- Fase de latencia b.- Fase exponencial c.- Fase estacionaria

b

a

c

Suspensiones celulares

Se mantienen en forma de:

  • Cultivos cerrados
  • Sistemas abiertos : cultivos semi-contínuos

cultivos contínuos

Sincronización :

  • déficit nutricional
  • inhibición de la síntesis de ADN
  • bloqueo de la mitosis

Aplicaciones de las suspensiones celulares

 Regeneración plantas (organogénesis/embriogénesis)

 Inducción y selección de mutantes

 Producción de metabolitos primarios o secundarios

 Producción de proteínas y enzimas

 Biotransformaciones BIOFACTORIAS

cultivos de una sola célula líneas celulares

Biorreactor de 2.2 L. hasta 14 L.

Cultivo de células a nivel investigación y de planta piloto.

Sistema de control mediante una pantalla táctil.

Datos en tiempo real con gráficos estadísticos y de seguimiento.

Protoplastos

  • células vegetales carentes de pared celular
  • altamente inestables
  • regenerar la pared celular y dividirse:
    • composición del medio
    • intensidad lumínica
    • densidad del cultivo (≈ 105 protoplastos/ml)

la estabilidad del cultivo de protoplastos depende de

la presión osmótica del medio (medios hipertónicos)

Cultivo de Protoplastos: etapas

etapa 1 - Obtención de protoplastos

  • visualización de la pared celular
  • determinación de la viabilidad
  • contaje del número de protoplastos

etapa 2 - Cultivo de protoplastos

Enzimas usadas en la obtención de protoplastos

enzima origen Celulasa R-10 Trichoderma viride Micelasa-P Trichoderma viride Hemicelulasa H-2125 Rhizopus sp. Macerozima R-10 Rhizopus sp. Pectinase Aspergillus niger Pectoliasa Y-23 Aspergillus japonicus Pectinol Aspergillus sp. Zimolasa Arthrobacter luteus Driselasa Irpex lactes

  • Visualización de la pared celular:
    • Protoplastos esféricos y carecen de birrefringencia
    • Tinción de la pared celular con: Calcofluor-blanco (fluorescencia azul) Tipanol (fluorescencia amarilla)

Nicotiana tabacum Microcolonia derivada de un protoplasto rojo : autofluorescencia de la clorofila

azul : pared celular teñida con calcofluor blanco

Cámara Neubauer

Etapa 2 - Cultivo de Protoplastos

Medio de cultivo:

  • medios semi-sólidos (agar o agarosa (*)) o líquidos

(*) alginato en protoplastos termosensibles ( A. thaliana)

  • composición de sales (MS, B5) – afecta la división celular

(CaCl 2 1mM estimula, NH 4 NO 3 20 mM reduce)

  • hormonas : auxinas/citocininas
  • presión osmótica (manitol)
    • cultivo a baja densidad para evitar la agregación celular
    • aireación (oxigenación)