Pobierz Ichtioftirioza i więcej Ćwiczenia w PDF z Biologia tylko na Docsity!
El¿bieta Terech-Majewska 1 , Alicja Bernad 2 , Joanna Pajdak 1 , Patrycja Schulz 3 ,
Karolina Naumowicz 4 , Natalia Piotrowska 5 , Andrzej K. Siwicki 4
1 Katedra Epizootiologii, Wydzia³ Medycyny Weterynaryjnej, Uniwersytet Warmiñsko-Mazurski w Olsztynie
2 Pracownia Diagnostyki Chorób Ryb i Raków, Zak³ad Higieny Weterynaryjnej Wojewódzki Inspektorat We-
terynarii w Olsztynie
3 Katedra Mikrobiologii i Immunologii Klinicznej, Wydzia³ Medycyny Weterynaryjnej,
Uniwersytet Warmiñsko-Mazurski w Olsztynie
4 Katedra Patofizjologii, Weterynarii S¹dowej i Administracji, Wydzia³ Medycyny Weterynaryjnej,
Uniwersytet Warmiñsko-Mazurski w Olsztynie
5 Studenckie Ko³o Naukowe Patologii Klinicznej Organizmów Zmiennocieplnych, Wydzia³ Medycyny Wete-
rynaryjnej, Uniwersytet Warmiñsko-Mazurski w Olsztynie
6 Zak³ad Patologii i Immunologii Ryb, Instytut Rybactwa Œródl¹dowego w Olsztynie
Ichtioftirioza – od diagnostyki do terapii
Wstêp
Ichtioftirioza (Ich) jest wywo³ywana przez paso¿ytni- czego orzêska Ichthyophthirius multifiliis ( I. multifiliis ), nazwanego kulorzêskiem ze wzglêdu na kulist¹ budowê komórki wyposa¿onej w rzêski na ca³ej powierzchni. Drugi cz³on ³aciñskiej nazwy „ multifiliis ” oznacza „du¿o”, co bez- poœrednio nale¿y rozumieæ jako „du¿o potomstwa”, tzw. p³ywek (zwanych terontami) (Wei i in. 2013). Ze wzglêdu na g³ówny objaw, nazywana jest „chorob¹ bia³ej plamy” (ang. w hite spot disease , WSD), a tak¿e "osp¹ rybi¹". „Plamy”, a w³aœciwie „kropki” s¹ efektem uszkodzenia skóry i obumierania tkanek wokó³ paso¿yta. Jej przebieg zale¿y od gatunku ryb, intensywnoœci i ekstensywnoœci inwazji, warunków hodowli, wieku i ogólnej kondycji ryb oraz pory roku. Choroba dotyczy skóry i/lub skrzeli, wszystkich zna- nych obecnie gatunków ryb s³odkowodnych. I. multifiliis po raz pierwszy zosta³ opisany w 1867 roku przez Forqueta i by³ znany hodowcom ryb ju¿ w X wieku, w Chinach i naj- prawopodobniej stamt¹d przywêdrowa³ do Europy. Aktu- alnie jest okreœlany jako gatunek kosmopolityczny wystê- puj¹cy na ca³ym œwiecie, w wiêkszoœci stref klimatycznych (Alvarez-Pellitero 2004, Wei i in. 2013). Z uwagi na doskona³e przystosowanie do paso¿ytniczego trybu ¿ycia, stanowi sta³e zagro¿enie dla ryb hodowlanych, wolno ¿yj¹cych oraz akwariowych. Nowoczesne technologie hodowli ryb, a zw³aszcza ich intensywnoœæ i du¿e zagêsz- czenia, ma³a wymiana wody oraz brak naturalnych wrogów biologicznych w zbiornikach, przyczyniaj¹ siê do powsta- wania idealnych warunków bytowania dla kulorzêska_._ W Polsce choroba jest diagnozowana systematycznie, co prawdopodobnie jest spowodowne powszechnym wystê-
powaniem paso¿yta w œrodowisku wodnym (Bernad 2013, Bernad i in. 2016a,b). Celem pracy by³o przedstawienie aktualnego stanu wie- dzy na temat choroby, znaczenia diagnostyki w profilaktyce i terapii, wybranych aspektów patogenezy ze szczególnym zwróceniem uwagi na procesy immunologiczne oraz metody zwalczania paso¿yta. W pracy wykorzystano wybrane pozycje literatury oraz doœwiadczenie w³asne zespo³u autorskiego, jednoczeœnie analizê ograniczono do wybranych gatunków ryb hodowlanych.
Biologia paso¿yta i cykl rozwojowy
Kulorzêsek jest blisko spokrewniony z wolno ¿yj¹cymi niepaso¿ytniczymi orzêskami z rodzajów Tetrahymena i Paramecium , poprzez przynale¿nosæ do rzêdu Hymeno- stomatida (Dickerson 2012). Jego rozwój charakteryzuje siê cyklem prostym (rys. 1), w którym 90% czasu trwania cyklu przebywa na powierzchni cia³a ¿ywiciela, pod postaci¹ tro- fontu (fot. 1). W tym stadium chroni siê pod nab³onkiem wyœcie³aj¹cym jamê gêbow¹, skrzela oraz pokrywaj¹cym rogówkê, jak równie¿ pod naskórkiem – zawsze powy¿ej warstwy podstawnej (Abowei i in. 2011). Bytowanie w tym miejscu chroni go przed dzia³aniem czynników zewnêtrz- nych i utrudnia jego eliminacjê. Ca³a komórka paso¿yta pokryta jest rzêskami, które dzia³aj¹ dra¿ni¹co, zw³aszcza w pocz¹tkowym stadium inwazji. Paso¿yt od¿ywia siê komórkami naskórka, nab³onka, bakteriami oraz p³ynami tkankowymi. ¯eruj¹cy na rybach trofont, roœnie do wielkoœci 0,5-1 mm, powoduj¹c hiperkeratozê, widoczn¹ jako bia³e kropki – plamki.
18 KOMUNIKATY RYBACKIE 4/
KOMUNIKATY RYBACKIE Nr 4 (153)/2016, 20 – 26 (^) ARTYKU£ PRZEGL¥DOWY
Znajomoœæ cyklu rozwojowego jest podstaw¹ monito- ringu diagnostycznego, który stanowi wa¿ny element w prowadzeniu zarówno profilaktyki, jak i terapii. Opisuje siê trzy g³ówne stadia rozwojowe paso¿yta: inwazyjny teront (stadium inwazyjne, fot. 2), trofont (zale¿ne od ¿ywiciela, stadium wegetatywne), tomont (stadium reprodukcyjne
bytuj¹ce w wodzie, przechodz¹ce w stadium tomocysty) (Abowei i in. 2011, Dickerson 2012, Wei i in. 2013). Teronty, nazywane „p³ywkami“ wykazuj¹ chemo- i fototaksjê, co u³atwia im szybkie docieranie do powierzchni cia³a ryb. Formy te „wyczuwaj¹“ komponenty tkanek ryb, w tym immunoglobuliny i œluz. Prawdopodob- nie wnikaj¹ przez komórki kolbkowe nab³onka i naskórka (Dickerson 2012). Dopiero po osi¹gniêciu odpowiednich rozmiarów i odpo- wiedniej struktury cia³a, co trwa ok. 2 dni w temp. wody 25-28°C, 3-4 dni w temp. 21-24°C lub 10-14 dni w temp. 15°C, paso¿yt gotowy jest do opuszczenia ryby i encystacji (Abowei i in. 2011, Klasius i Rogers 1995). Zanim to nast¹pi jest wolno p³ywaj¹cym proto- montem i jeœli przedwczeœnie opuœci ¿ywiciela, przed zakoñczeniem pe³nego rozwoju, nie przekszta³ca siê w cystê i ginie (Wei i in. 2013). W innym razie protomonty otaczaj¹ siê cienk¹ b³on¹ i tworz¹ cystê, ju¿ po 15 min, do kilku godzin. Ocystowane paso¿yty przytwierdzaj¹ siê do roœlin lub do sta³ych elementów w zbior- niku wodnym. Cysta jest kluczowym etapem w rozwoju i ze wzglêdu na dwuwarstwow¹ budowê jej œciany trudna do zniszczenia. We wnêtrzu cysty nastêpuje równomierny, binarny podzia³ na tomity (od 250 do 2000 osobników, stadium przedinwazyjne), które po opuszczeniu cysty staj¹ siê inwazyjnymi terontami. Penetra- cjê tkanek ¿ywiciela umo¿liwia enzym – hialuro- nidaza oraz perforatorium, co pozwala wnikn¹æ do g³êbszych warstw naskórka, gdzie paso¿yt roœnie i przybiera kszta³t kulisty, a jego makro- nukleus staje siê podkowiasty (dojrza³y trofont). Ten etap domyka rozwój paso¿yta na rybach, po którym paso¿yt wypada z cia³a ryb i cykl siê powtarza (rys. 1). Ze wzglêdu na du¿¹ podatnoœæ nieocysto- wanych stadiów wolno p³ywaj¹cych na dzia³anie chemioterapeutyków, p³ywki i proto- monty s¹ g³ównym stadium zwalczanym w k¹pielach leczniczych. Ka¿dorazowo czêsto- tliwoœæ kapieli dopasowuje siê do cyklu rozwo- jowego paso¿yta w danych warunkach gospo- darstwa. Najsilniejsze inwazje maj¹ miejsce wiosn¹ i latem, ze wzglêdu na sprzyjaj¹c¹ szyb- kiemu rozwojowi temperaturê wody. Jednak¿e paso¿yt mo¿e byæ groŸny w innych porach roku, szczegól- nie trudne jest postêpowanie w miesi¹cach jesiennych, przy zbyt niskiej temperaturze do wykonywania k¹pieli (Bernad 2016a,b, obserwacje w³asne, dane niepublikowane). Dodatkowo sprzyja temu zmniejszenie wysycenia wody tle-
4/2016 KOMUNIKATY RYBACKIE 19
Rys. 1. Cykl rozwojowy Ichthyophthirius multifiliis.
Fot. 1. Trofont w zeskrobinach ze skóry w otoczeniu ró¿nych komórek.
Nale¿y równie¿ nadmieniæ, ¿e skrzela pe³ni¹ klu- czow¹ rolê w utrzymaniu równowagi kwasowo-zasa- dowej p³ynów ustrojowych i w³aœciwego ciœnienia osmotycznego. Upoœledzenie ich funkcji mo¿e przy- czyniæ siê do wyst¹pienia uszkodzenia funkcji narz¹dów, na skutek zatrucia szkodliwymi produk- tami przemiany materii, co objawia siê ich bladoœci¹ i zwiotczeniem miêœnia sercowego. Przy intensywnej inwazji, nieodpowiednich warunkach hodowlanych i s³abej kondycji immunologicznej ryb mo¿e docho- dziæ do masowych œniêæ, nawet do 12 godzin od wnikniêcia paso¿ytów (Dikerson 2012, obserwacje w³asne, dane niepublik.). Ryby, które przechorowa³y, lub u których inwazja przebiega³a ekstensywnie, staj¹ siê bezobjawowymi nosicielami paso¿yta i mog¹ przyczyniaæ siê do utrzymania zagro¿enia. Dlatego te¿ nale¿y uwa¿nie obserwowaæ nawet nieznaczny stopieñ nosicielstwa, zw³aszcza w systemach zamkniêych. Dodatkowo uszkodzona skóra i skrzela mog¹ umo¿liwiæ przedostanie siê czynnikom pato- gennym, jak równie¿ u³atwiaæ przenikanie do organi- zmu ryb substancji toksycznych (pestycydów), nasi- laj¹c niekorzystne efekty ich oddzia³ywania (Szarek i in. 2006). Przy powik³aniach bakteryjnych obserwuje siê rozwój dodatkowych zmian w tkankach. Trudniej- sze w przebiegu s¹ tak¿e inwazje mieszane, np. z Gyrodactylus spp. u pstr¹ga teczowego (fot. 5) (Ber- nad 2016b, obserwacje w³asne, dane niepublik.).
Metody diagnostyczne stosowane
do monitorowania inwazji
kulorzêska
Podstaw¹ monitoringu paso¿yta jest diagno- styka mikroskopowa preparatów niebarwionych zeskrobin ze skóry lub skrzeli, w których poszuku- jemy charakterystycznych form rozwojowych kulorzêska (rys. 1, fot. 1 i 2) (Abowei i in. 2011, Bernad i in. 2016b). Materia³ do badañ mo¿emy pobieraæ przy¿yciowo lub poœmiertnie, bezpoœrednio po uœpieniu ryb do badañ. Wykonuj¹c biopsjê mo¿emy pobieraæ ma³e fragmenty bla- szek skrzelowch, skóry, œluzu i fragmenty p³etw. Badania parazytologiczne obejmuj¹ na ogó³ obserwacje makro- i mikroskopowe. Makroskopowo zwraca siê uwagê na widoczne zmiany anatomopatologiczne. Badania mikro- skopowe przeprowadza siê metod¹ obserwacji œwie¿ych preparatów niebarwionych lub barwionych. W przypadku I.multifiliis stosowane s¹ najmniejsze powiêkszenia 40x, 60x, 100x. Paso¿yty s¹ liczone na ca³ej powierzchni prepa- ratu (powierzchnia szkie³ka nakrywkowego 22 mm x 22 mm), a stopieñ inwazji okreœla siê szacunkowo. Wyniki obserwacji mog¹ byæ opisywane wed³ug poni¿szego sche- matu: pojedyncze paso¿yty – od 1 do 3 paso¿ytów w ca³ym
preparacie (+), doœæ liczne paso¿yty – od 1 do 3 paso¿ytów w polu widzenia (++), liczne paso¿yty – od 4 od 10 paso¿y- tów w polu widzenia (+++), bardzo liczne paso¿yty – powy- ¿ej 10 paso¿ytów w polu widzenia (niepoliczalne) (++++). Za nosicielstwo uznaje siê stopieñ intensywnoœci oceniany jako (+) i (++), natomiast inwazjê w stopniu (+++) oraz (++++) klasyfikuje siê jako chorobê, bez wzglêdu na to, czy wystêpuj¹ objawy kliniczne (Bernad i in. 2016a, b). Monito- rowanie diagnostyczne ma na celu uchwycenie zale¿noœci pomiêdzy obecnoœci¹ form dojrza³ych i niedojrza³ych (fot. 6). Jeœli w preparatach nie stwierdza siê form niedojrza³ych przyjmujemy, ¿e œrodki terapeutyczne s¹ skuteczne, nato- miast w przeciwnym razie przyjmujemy ¿e nie dzia³aj¹. Mo¿emy dziêki takiemu spojrzeniu zmodyfikowaæ metodê terapii. Dodatkow¹ zalet¹ badania jest mo¿liwoœæ oceny stanu skrzeli i skóry. Jeœli skrzela s¹ bardzo zniszczone mo¿na ograniczyæ liczbê k¹pieli, wzmocniæ procesy rege- neracji lub zmieniæ procedurê terapii (fot. 3 i 4).
4/2016 KOMUNIKATY RYBACKIE 21
Fot. 5. Inwazja mieszana Gyrodactylus spp. i kulorzêska w zeskrobinach ze skóry.
Fot. 6. Ró¿ne stadia rozwojowe w zeskrobinach ze skóry.
Preparaty histopatologiczne wykazuj¹ ograniczon¹ przydatnoœæ w monitorowaniu diagnostycznym. Mog¹ byæ barwione hematoksylin¹ (po utrwaleniu w formalinie), barw- nikiem Giemsy (utrwalone, np. w p³ynie Bouina). Jeœli mog¹ byæ wykonane to pozwalaj¹ na lepsze zobrazowanie zmian w tkankach. Paso¿yt umiejscawia siê wewn¹trz œródmi¹¿szowej przestrzeni tkanki, zawieraj¹cej resztki komórkowe i bia³kowy p³yn tkankowy. Komórki naskórka bezpoœrednio s¹siaduj¹ce z paso¿ytem s¹ hiperplastyczne, zdegenerowane. Posiadaj¹ pyknotyczne j¹dro, obserwuje siê ich obrzêk i martwicê. Naskórek infiltrowany jest przez naciek limfocytarny i inne komórki stanu zapalnego, w tym makrofagi i neutrofile. W le¿¹cej poni¿ej warstwie g¹bcza- stej skóry pojawia siê obrzêk oraz komórki zapalne. W skrzelach trofonty osiadaj¹ce w okolicy blaszki podstaw- nej nab³onka listków skrzelowych pobudzaj¹ go do hiper- plazji (fot. 4). Nastêpuje równie¿ rozrost samych blaszek, a przy silnej inwazji ca³a przestrzeñ miêdzyblaszkowa mo¿e byæ wype³niona hiperplastycznym nab³onkiem, co nadaje blaszkom drugorzêdowym wygl¹d zbli¿ony do kija golfo- wego – ang. clubbed appearance (Antychowicz 2013a,b, 2015).
Podstawy profilaktyki i terapii
Podstaw¹ ogólnej profilaktyki jest ochrona przed wpro- wadzeniem paso¿yta i nadmiernym rozwojem inwazji, poprzez systematyczn¹ kontrolê i kwarantannê. Jedno- czeœnie istotna jest ochrona przed stresem oraz w³aœciwe zaspokojenie potrzeb pokarmowych. Obserwuje siê pewn¹ zale¿noœæ pomiêdzy podatnoœci¹ na zara¿enie i przebie- giem inwazji a jakoœci¹ i sk³adem paszy (Xuegin i in. 2012). Swoistym fenomenem jest utrzymywanie siê odpornoœci nabytej po przechorowaniu zara¿enia, co sprzyja bezobja- wowemu nosicielstwu i utrzymywaniu siê inwazji w gospo- darstwie. Szczepy paso¿yta cechuje zró¿nicowana pato- gennoœæ, jak równie¿ immunogennoœæ, wynikaj¹ca z w³aœciwej reakcji immunologicznej organizmu ryb. Dzia³anie terapeutyczne mo¿e przebiegaæ ka¿dorazowo odmiennie, z uwagi na z³o¿onoœæ procesów zachodz¹cych w organizmie, zró¿nicowan¹ patogennoœæ i wra¿liwoœæ paso¿yta na œrodki terapeutyczne. Reakcje uk³adu immu- nologicznego s¹ dynamiczne i bardzo zró¿nicowane. Jed- nak¿e s¹ bardzo istotne dla przebiegu parazytozy.
Mechanizmy odpornoœci wrodzonej
miejscowej i ogólnoustrojowej Naturalna bariera œluzowa skóry i skrzeli jest wa¿nym czynnikiem ograniczaj¹cym inwazyjnoœæ paso¿yta. U kar- pia Cyprinus carpio , ju¿ po 36 godz. od ekspozycji roœnie ekspresja silnego czynnika zapalnego, interleukiny – 1 beta (IL-1 â). U pstr¹ga têczowego ( Oncorhynchus mykiss ), w 4 dniu zara¿enia znacz¹co wzrasta zarówno poziom IL-1 â,
jak równie¿ czynnika martwicy nowotworu alfa (TNF-á, tumor necrosis factor alpha). Cytokiny te s¹ produkowane prawdopodobnie przez makrofagi, komórki nab³onkowe lub fibroblasty. W przypadku karpia odpowiedŸ uk³adu bia³okrwinkowego zosta³a dok³adnie zbadana i opisana (Dickerson 2012). Przy pierwszej ekspozycji na teronty w populacji dot¹d niezara¿onej dochodzi do infiltracji skóry przez neutrofile, które pojawiaj¹ siê w nieunaczynionych obszarach skóry otaczaj¹cych paso¿yta. Widoczny jest wzrost ekspresji genów chemokin CXCa, CXCR1, CXCR2, bêd¹cych istotnym czynnikiem regulujacym procesy immu- nologiczne, np. wczesny nap³yw neutrofili. W ci¹gu 2-3 dni komórki zapalne otaczaj¹ trofont, 5-6 dnia wiele leukocytów
- eozynofile, neutrofile i bazofile – jest zwi¹zanych z paso¿ytem w naskórku i w skórze bezpoœrednio poni¿ej miejsca jego umiejscowienia. W tym momencie odpowiedŸ komórkowa jest zdominowana przez eozynofile, choæ limfo- cyty te¿ s¹ obecne zw³aszcza w skórze. W populacji ryb, które zetknê³y siê ju¿ wczeœniej z paso¿ytem, dominuj¹cymi komórkami w 5-7 dniu odpowiedzi zapalnej s¹ eozynofile (EGCs) i makrofagi, które otaczaj¹ paso¿yta i przyleg³e tkanki. Zwiêkszone wydzielanie chemokin CXCa, CXCR1, CXCR2, IL-1â, TNF-á po zara¿eniu kulorzêskiem œwiadczy o tym, ¿e moleku³y te maj¹ du¿e znaczenie dla stymulacji funkcji obronych skóry. Obumar³e granulocyty, b³ony komórkowe i uwolnione ziarnistoœci otaczaj¹ urzêsionego i bardzo ruchliwego paso¿yta, nie wykazuj¹cego ¿adnych uszkodzeñ (fot. 1). Co wiêcej, komórki nacieku zapalnego mog¹ stanowiæ po¿ywienie dla paso¿yta. W reakcji uwal- niane s¹ enzymy, które stanowi¹ istotny element odpowie- dzi zapalnej. Uszkodzenia tkanek i zniszczenia komórek mog¹ byæ równie¿ powodowane przez enzymy wydzielane przez samego paso¿yta, takie jak fosfatazy i niespecyficzne esterazy. U karpia proces zapalny zaczyna siê od limfopenii i neutrofilii. Naturalne komórki cytotoksyczne (NCCs, natu- ral cytotoxic cells) przemieszczaj¹ siê z nerki g³owowej do uk³adu kr¹¿enia. U pstr¹ga têczowego ichtioftirioza wywo³uje spadek ekspresji genów w nerce g³owowej dla C3 dope³niacza ju¿ w ci¹gu 24 godz. W œledzionie ekspresja dla C3 roœnie dopiero w 26 dniu, a nawet w 28, jeœli ryba zosta³a zaszcze- piona ¿ywymi terontami. Wczesna ekspresja genów dla IgM, MHC II i sk³adnika dope³niacza C3 w skórze ma miej- sce ju¿ po 48 godz., co potwierdza aktywnoœæ reakcji miej- scowej, a w drugiej kolejnoœæi ogólnej (w 4 dniu). U tego gatunku ryb ekspresja cytokin IL-1 â i TNF-á w nerce g³owo- wej utrzymuje siê na podwy¿szonym poziomie przez 26 dni. Wiadomo tak¿e, ¿e w kontakcie z paso¿ytem jest aktywo- wana odpornoœæ humoralna jako zwiêkszenie aktywnoœci lizozymu oraz wzrost aktywnoœci bia³ek ostrej fazy w w¹trobie.
22 KOMUNIKATY RYBACKIE 4/
- immunomodulacja i dzia³anie wspomagaj¹ce proce- sy odbudowy tkanek. Metody bez wykorzystania œrodków chemicznych sku- piaj¹ siê g³ównie na stosowaniu ozonu, UV oraz wysokiej temperatury. Próby Farleya i Heckmanna (za Picon-Cama- cho i in. 2012) z wykorzystaniem 5-sekundowych impulsów elektrycznych, wywo³uj¹cych najprawdopodobniej elektro- lizê wody i uwalnianie wolnych jonów, powodowa³y uniesz- kodliwienie tylko czêœci paso¿ytów w stadium protomontu. Próby wykorzystania tej techniki do oderwania trofontów od
cia³a ryby zakoñczy³y siê fiaskiem, ze wzglêdu na to, ¿e natê¿enie pr¹du niezbêdne do wywo³ania tego zjawiska okazywa³o siê letalne dla ryb. Skuteczna wobec form p³ywaj¹cych okaza³a siê metoda z wykorzystaniem zbiorni- ków po³¹czonych, w których woda poddawana by³a wyja³awianiu z u¿yciem lampy UV. Œrednia dawka promie- niowania UV dla formy troficznej to 100 mWs cm 2 , jednak¿e tomity poddaj¹ siê dzia³aniu >300 mWs cm 2 (Timmons i Ebeling 2007). Inn¹ metod¹ mog³aby byæ mechaniczna fil- tracja wody wprowadzanej do obiegu, jednak¿e z uwagi na
24 KOMUNIKATY RYBACKIE 4/
TABELA 1 Œrodki stosowane w zwalczaniu inwazji kulorzêska. Preparaty likwiduj¹ce 50-80% badanych form rozwojowych okreœlono jako „czêœciowo skuteczne”, likwiduj¹ce ponad 80% jako „skuteczne” (Picon-Camacho i in. 2012, modyfikacja w³asna)
Œrodek Droga poda-nia Dawka Gatunek Skutecznoœæ Askorbinian-2-fosforanu (wit. C) per os (^) 5000 mg kg-1 (^) paszy przez 9 dni pstr¹g têczowy czêœciowo skuteczny – 2-16% œniêcia ryb 50 mg na 200 kg -1^ paszy pstr¹g têczowy czêœciowo skuteczny 50 mg na 2000 kg -1^ paszy pstr¹g têczowy czêœciowo skuteczny
Bronopol k¹piel
2 mg l-1^ przez 36 dni po zaka¿eniu pstr¹g têczowy skuteczny 2 mg l -1^ 24 h przed zaka¿eniem oraz 72 h po zaka¿eniu pstr¹g têczowy czêœciowo skuteczny 5 mg l -1^ przez 36 dni po zaka¿eniu pstr¹g têczowy skuteczny Chloramina-T k¹piel 100 mg l-1^ 30 min dziennie przez 10 dni pstr¹g têczowy skuteczny Chloramina-T + formaldehyd k¹piel 8 + 125 mg l-1^ trzy razy w tygodniu przez 5 tygodni ³osoœ atlantycki skuteczny
Chlorek sodu k¹piel 20 g l
-1 (^) przez 20 minut pstr¹g têczowy, pstr¹g Ÿródlany, pstr¹g potokowy skuteczny 20 g l -1^ na godzinê przez 5 dni pstr¹g têczowy czêœciowo skuteczny per os 0,30-1,0% paszy przez 3-11 dni karp skuteczny
Formaldehyd k¹piel
80 μl l-1^ 2 h przez 5 dni karp skuteczny 110 μl l -1^ 2 h przez 5 dni karp skuteczny 110 μl l -1^ 1 h, raz dziennie przez 5 dni (18°C) pstr¹g têczowy skuteczny 110 μl l -1^ 1 h, raz na dwa dni przez 5 dni (10°C) pstr¹g têczowy skuteczny 0,1, 0,15 oraz 0,2 ml l -1^ przez 1 h pstr¹g têczowy, pstr¹g Ÿródlany, pstr¹gpotokowy skuteczny 25 mg l -1^ raz na dzieñ przez 20 dni ³osoœ atlantycki czêœciowo skuteczny – œmiertelnoœæryb 20-60% Formaldehyd + Desirox (13% kwa- su nadoctowego, 20% kwasu octo- wego, 20% nadtlenku wodoru)
k¹piel 25-50 + 10 mg l-1^ 3-4 razy przez 4 tygodnie ³osoœ atlantycki skuteczny Ketokonazol per os 40 g kg-1^ paszy przez 10 dni pstr¹g têczowy czêœciowo skuteczny
Kwas humusowy k¹piel
100-150 μl l-1^ na 2 h przez 5 dni pstr¹g têczowy skuteczny 150 μl l -1^ na 2 h (co drugi dzieñ) przez 5 dni (10°C) pstr¹g têczowy skuteczny 150 μl l -1^ na 2 h (codziennie) przez 5 dni (18°C) pstr¹g têczowy czêœciowo skuteczny – œmiertelnoœæryb 30% Kwas octowy (4%) k¹piel 10 ml l-1^ przez 3 min pstr¹g têczowy, pstr¹g Ÿródlany, pstr¹gpotokowy czêœciowo skuteczny Kwas nadoctowy (40%) k¹piel 1 mg l-1^ przez 4 dni karp skuteczny Detarox (kwas nadoctowy+kwas octowy + nadtlenek wodoru) k¹piel^ 10 mg l
-1 (^) przez 25-45 min, powtórzyæ po 4-7 dniach ³ososiowate skuteczny Siarczan miedzi (CuSO 4 ) k¹piel 0,1 mg l -1^ dziennie przez 17 dni okoñ srebrny skuteczny Nadmanganian potasu k¹piel 10-20 mg l-1^ przez 30 minut pstr¹g têczowy, pstr¹g Ÿródlany, pstr¹gpotokowy skuteczny – dzia³anie toksyczne naryby Nadmanganian potasu + dimetra- zol k¹piel +^ per os^
3 mg l-1^ co drugi dzieñ, piêæ powtórzeñ + 25 mg/rybê di- metrazolu w paszy przez 10 dni pstr¹g têczowy^ skuteczny Seknidazol per os 40 mg kg-1^ paszy przez 10 dni pstr¹g têczowy czêœciowo skuteczny Sól sodowa salinomycyny per os 47 mg kg-1^ pstr¹g têczowy skuteczny Triclabendazol + b-cyklodekstran (1:2) per os^ 10-20 g kg -1 (^) paszy przez 10 dni pstr¹g têczowy czêœciowo skuteczny
ma³e rozmiary terontów (57,4 x 28,6 μm w temp. 5°C, czy 28,6 x 20,0 μm w temp. 30°C) nie stanowi skutecznej ochrony przed zara¿eniem. U¿ycie filtrów o porowatoœci 80 μm uzupe³nione œrodkami chemicznymi, np: nadwêglanu sodu (OXYPER), zapobiega przedostawaniu siê protomon- tów do hodowli i niszczy teronty. W 2009 roku Shinn (za Picon-Camacho i in. 2012) udowodni³, ¿e regularne odmu- lanie zbiornika przy jednoczesnym u¿yciu polimerów o niskiej adhezji w miejscach przep³ywania pstr¹gów têczo- wych mo¿e pomagaæ w usuwaniu tomocyst i powodowaæ zmniejszenie ryzyka zara¿enia o 55-99% w porównaniu z grup¹ kontroln¹. Dotychczas ¿adna z alternatywnych metod nie jest wykorzystana na przemys³ow¹ skalê w akwakulturze. Pomimo wysi³ku wielu zespo³ów badawczych w prak- tyce metody chemiczne nadal przewa¿aj¹, zarówno w dzia³aniu profilaktycznym, jak i terapeutycznym. W tabeli 1 zestawiono œrodki oraz procedury o potwierdzonej sku- tecznoœci, bezpieczne dla ryb (za Picon-Camacho i in. 2012). Z uwagi na ograniczenia technologiczne i rosn¹ce wymagania zwi¹zane z ochron¹ œrodowiska d¹¿y siê do spopularyzowania aplikacji per os , która wydaje siê naj- mniej stresuj¹ca i pozwalaj¹ca na zindywidualizowanie terapii. W tabeli 1 zosta³y wyszczególnione œrodki, które mo¿na rozwa¿yæ do stosowania w paszy. Metody leczenia i œrodki u¿ywane w terapii chorób ryb s¹ dobrze opisane w powszechnie dostêpnych Ÿród³ach (Antychowicz 2007, Grudniewska i Terech-Majewska 2015, Noga 2010, W³asow i Guziur 2008, ¯elazny i Gomu³ka 2015). Jednak¿e w kontekœcie omawianej parazytozy nale¿y je dostosowy- waæ do specyfiki gospodarstwa. Jedynym œrodkiem dopuszczonym do stosownia u ryb, który wykazuje dzia³anie przeciw kulorzêskowi jest bronopol w preparacie PYCESE (Novartis), zarejestrowany w Unii Europejskiej do k¹pieli ikry przeciwko saprolegniozie. Stosowane œrodki nie wymagaj¹ zachowania karencji zgodnej z zasad¹ kaskady (¯elazny i Gomu³ka 2015a). Œrodkami z wyboru s¹: forma- lina, chloramina T i siarczan miedzi (Noga 2010, Grud- niewska i Terech-Majewska 2015). Pomimo efektów ubocz- nych dla organizmu ryb i œrodowiska s¹ stosowane powszechnie na ca³ym œwiecie (Picon-Camacho i in. 2012).
Podsumowanie
Podsumowuj¹c nale¿y podkresliæ, ¿e pomimo znacz¹cego rozwoju badañ nad biologi¹ tego paso¿yta i jego oddzia³ywaniem na organizm, problematyka jego eli- minacji oraz leczenia ichtioftiriazy jest nadal niepe³na. Jest to problem dotycz¹cy wielu aspektów terapii ryb. Stale poszukuje siê takich metod, które niszczy³yby patogeny i uniemo¿liwia³y utrzymywanie siê choroby. Jednak¿e z uwagi na patomechanizm ich dzia³ania w metodach trzeba uwzglêdniaæ tak¿e ochronê organizmu ryb przed skutkami ich obecnoœci w tkankach. Metody polegaj¹ce na
stosowaniu œrodków biobójczych w ochronie zdrowia ryb s¹ jak dot¹d najbardziej powszechne, pomimo tego, ¿e s¹ kosztoch³onne i nieobojêtne dla ryb, œrodowiska oraz kon- sumenta. Aktualnie nabiera znaczenia zmiana podejœcia do ochrony zdrowia ryb w odniesieniu do systemów zamkniê- tych (typu RAS), w których przez d³ugi czas mog¹ utrzymy- waæ siê metabolity tych zwi¹zków.
Literatura Abowei J.F.N., Briyai O.F., Bassey S.E. 2011 – A Review of Some Basic Parasite Diseases in Culture Fisheries Flagellids, Dinoflagellides and Ichthyophthriasis, Ichtyobodiasis, Coccidiosis Trichodiniasis, Helmin- thiasis, Hirudinea Infestation, Crustacean Parsite and Ciliates – Br. J. Pharmacol. Toxicol. 2(5): 213-226. Alvarez-Pellitero P. 2004 – Report about fish parasitic diseases – W: Alva- rez-Pellitero P., Barja J.L., Basurco B., Berthe F., Toranzo A.E. (Eds.). Mediterranean aquaculture diagnostic laboratories. Zaragoza CIHEM: 103-130. Antychowicz J. 2007 – Leczenie ryb – W: Choroby ryb œródl¹dowych, PWRiL. Warszawa: 366-382. Antychowicz J. 2013a – Patologiczne zmiany w skrzelach karpia – przyczy- ny i skutki – ¯ycie Wet. 88 (5): 380-385. Antychowicz J. 2013b – Zastosowanie badania skrzeli do diagnostyki cho- rób zakaŸnych i paso¿ytniczych oraz zatruæ u pstr¹gów i innych gatunków ryb – ¯ycie Wet. 88 (8): 636-643. Antychowicz J., Pêkala A. 2015 – Paso¿yty i komensale najczêœciej stwier- dzane w mikroskopowym badaniu skóry i skrzeli ryb œródl¹dowych – interpretacja badañ parazytologicznych – ¯ycie Wet. 90 (1): 18-28. Bernad A. 2013 – Choroby infekcyjne i inwazyjne wystêpuj¹ce na terenie województwa warmiñsko – mazurskiego w laatch 2010-2012 – W: A. Koziñska, A. Pêkala (Red.) Wystêpowanie infekcyjnych i inwazyjnych chorób ryb w Polsce w œwietle najnowszych badañ. Wyd. PIWet-PIB, Pu³awy: 7-16. Bernad A., Terech-Majewska E., Pajdak J., Schulz P., Siwicki A.K. 2016a – Sytuacja zdrowotna ryb hodowlanych w województwie warmiñ- sko-mazurskim w 2015 roku – Komun. Ryb. 1: 16-21. Bernad A., Terech-Majewska E., Szypczyñska K., Pajdak J., Schulz P., Siwicki A.K. 2016b – Wystêpowanie inwazji kulorzêska Ichthyophthi- rius multiphillis u ryb hodowlanych w województwie warmiñsko-ma- zurskim w latach 2014-2015 – Komun. Ryb. 3: 6-12. Buchman K., Sigh J., Nielsen C.V., Dalgaard M. 2001 – Host responses aga- inst the fish parasiting ciliate Ichthyophthirius multifiliis – Vet. Parasi- tol. 100: 105-116. Grudniewska J., Terech-Majewska E. 2015 – Metody dezynfekcji w hodowli ryb. Zwalczanie ektopaso¿ytów ryb – W: Hliwa P., WoŸniak M., Król J., Gomu³ka P. (Red.) Ochrona zdrowia ryb w aspekcie jakoœci i bez- pieczeñstwa ¿ywnoœci: 72-88. Dickerson H.W. 2012 – Ichthyophtirius multiphiliis – W: Woo P.T.K. i Buch- mann K. (Eds.) Fish parasites: Pathobiology and protection. Wyd. CAB International: 55-72. Elsayed E.E., El Dien N.E., Mahmound A.M. 2006 – Ichthyophthiriasis: Various fish susceptibility or presence of more than one strain of the parasite – Nature and Science, 4 (3): 5 -13. Klesius P., Rogesrs W. 1995 – Parasitisms of catfish and other farm – raised food fish – J. Ann. Vet. Med. Asnt. 207 (11): 1473-1478. Noga E.J., 2010 – Fish Disease: Diagnosis and treatment, 2 nd ed. – Wil- ley-Blackwell: 345-420. Picón-Camacho S.M., Marcos- Lopez M., Bron J.E., Shinn A.P. 2012 – An assessment of the use of drug and non-drug interventions in the treat- ment of Ichthyophthirius multifiliis Fouquet, 1876, a protozoan parasi- te of freshwater fish – Parasitol. 139: 149-190. Szarek J., Babinska I., Truszczynska M., Kolman R., Siwicki A. K., Kowalski I. M., Skibniewska K.A. 2006 – Effect of the herbicide Avans 330 SL on the liver pathomorphology of clinically healthy carp ( Cyprinus carpio L.) and carp infected by Ichthyophthirius multifiliis – Arch. Pol. Fish. 14 (2): 169-182. Timmons M.B., Ebeling J.M. 2007 – Ozonation and UV – irradiation – W: Recirculating qauaculture. Chapter 11, Cayuga Aqua Ventures, LLC: 387-426. Xuegin J., Kania P.W., Buchmann K. 2012 – Comparative effects of four feed types on white spot disease susceptibility and skin immune parame- ters in rainbow trout, Oncorhynchus mykiss (Walbaum) – J. Fish Dis. 35: 127-135.
4/2016 KOMUNIKATY RYBACKIE 25
