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FOTOSSÍNTESE
- Histórico
Até o século XVIII, os cientistas acreditavam que a nutrição das plantas ocorria unicamente através do solo. Em 1727, Stephen Hales sugeriu que parte dos elementos da planta vinha da atmosfera e que a luz participava ativamente desse processo. Em 1711, Joseph Priestley descobriu que o volume de ar contido em uma jarra era completamente consumido ao se queimar uma vela e interrompendo a sua combustão; um camundongo colocado no ar residual morreu. Por outro lado, o ar era lentamente “restaurado” na presença de um ramo de menta em outro jarro, permitindo assim a completa combustão da vela e a sobrevivência do camundongo. Concluiu com isto que a vela acesa consumia o oxigênio do recipiente fechado e que este era reposto pela fotossíntese do ramo de menta. Posteriormente, em 1779 o médico holandês Jan Ingenhousz demonstrou que apenas as partes verdes das plantas realizavam a produção do oxigênio na presença de luz. No início do século XIX, N.T. Saussure realizou as primeiras medidas quantitativas da fotossíntese mostrando o envolvimento do CO 2 e da H2O, onde verificou-se uma
equivalência entre o CO 2 assimilado e o O^2 liberado associado ao acúmulo de matéria seca. A natureza de outros produtos químicos na fotossíntese foi finalmente demonstrada por Julius Sachs, em 1864, ao verificar o aparecimento e crescimento de grãos de amido em cloroplastos iluminados. Desta forma, no meio do século XIX, a equação geral fotossíntese foi formulada da seguinte maneira:
hv 6 CO 2 + 12H (^) 2O C (^) 6H12O 6 + 6H2O + 6O 2 Cloroplasto
- Cloroplastos
Em organismos eucarióticos, a fotossíntese realiza-se em organelas subcelulares denominadas cloroplastos, que têm como precursores os proplastídeos. Os proplastídeos, abundantes em células meristemáticas, são plastos pequenos, incolores, não diferenciados estando ausentes as membranas internas. Diferenciam-se conforme a figura 2.1, a seguir: :
Figura 2.1: Ontogênese de Cloroplastos
Nota-se pela figura 2.1 que os proplastídeos são os precursores de todos os membros da família plastídeo. Etioplasto é um estágio transitório entre os proplastídeos iluminados e os cloroplastídeos e são abundantes em folhas estioladas. O desenvolvimento dos cloroplastídeos ocorre simultaneamente com o enverdecimento das plantas, resultado da síntese de clorofilas. Os cromoplastos são plastídeos pigmentados de coloração amarelada a alaranjada, em função da presença de carotenóides os quais não apresentam habilidade para realizarem a fotossíntese. Os amiloplastídeos estruturas especializadas na síntese e armazenamento de amido, sendo, portanto, incolores. O termo leucoplastos, muito comum
na literatura não se refere a nenhum tipo especial de plastídeo e, sim, a todos os plastídeos não pigmentados. A estrutura dos cloroplastos está representada na figura 2.2.
Figura 2.2: Vista de uma seção transversal do limbo foliar, sinalizando os cloroplastos no tecido fotossintético (esquerda), bem como a estrutura de um cloroplastídeo com suas partes integrantes (ao centro) e, à direita, detalhes de um tilacóide.
Este organóide fotossintetizante encontra-se circundado por uma dupla membrana de origem lipoprotéica que controla o tráfego de solutos para o interior e exterior deste. Internamente, esse plastídeo é dotado de um sistema de lamelas (os tilacóides), os quais se dispõem numa estrutura tipo pilha, denominado de granum, conectados entre si por lamelas. Toda essa estrutura membranosa (tilacóides e lamelas), constituem o sistema gerador de energia que alojam numa matriz gélica denominada de estroma, na qual contém sistemas enzimáticos que oferecem suporte para a consolidação da etapa subseqüente da fotossíntese (bioquímica ou enzimática), culminando com a fixação e a redução do C atmosférico em carboidrato, a glicose. A figura 2.3 na seqüência, mostra um corte de um cloroplasto, contendo suas partes integrantes.
Figura 2.3: Corte de um cloroplasto mostrando suas partes constituintes.
As clorofilas, pigmentos responsáveis pela coloração verde das plantas estão presentes nos tilacóides sendo substancias insolúveis em água, porém solúveis em compostos orgânicos. Elas se apresentam sob duas formas, Clorofila a (coloração verde-azulada) e clorofila b (verde-amarelada), numa proporção média de 3:1, respectivamente. As estruturas das clorofilas encontram-se representadas na figura 2.4. As suas estruturas moleculares são constituídas por quatro anéis pirrólicos, um átomo central de magnésio ligado a quatro átomos de nitrogênio e uma longa cadeia lateral de isoprenóide, um álcool fitol esterificado. A clorofila a se caracteriza por apresentar um grupo metil ligado ao carbono 3 do anel 2, enquanto que a Clorofila b , este grupo metil é substituído por um grupo aldeído. A relação clorofila a/b numa folha varia com a espécie, idade da folha, localização da folha na copa da planta. Em plantas umbrófitas esta relação é menor que em plantas heliófilas.
Figura 2.4: Estruturas de clorofilas “a” e “b”
3. Radiação Fotossinteticamente Ativa (RFA)
A energia radiante é derivada de reações termonucleares ocorridas no sol pela fusão de quatro núcleos de hidrogênio formando um núcleo de hélio. A figura 2.5 mostra o espectro da radiação eletromagnética, com ênfase para a região do visível, associada à regulação de vários processos biológicos.
através do ozônio impede que parte da radiação deletéria para os seres vivos (ultravioleta) atinja o solo. A radiação longa (infravermelha) é absorvida pelo vapor d’água e CO 2 à
medida que ela atravessa a atmosfera. Os pigmentos clorofilianos, considerados como primários no processo fotossintético, se encontram arranjados nas membranas dos tilacóides, os quais absorvem luz numa faixa do espectro visível, especialmente entre 400 e 700 nm, ou seja, na região do violeta ao vermelho, com picos de absorção máxima no azul (450 nm) e no vermelho ( nm). Além destes pigmentos, devem ser considerados os carotenóides, também denominados de pigmentos acessórios, representados pelas xantofilas (violaxantina, zeaxantina, dentre outras) e carotenos (α e β), que além de absorverem energia e transferí- la para as moléculas de clorofilas, podem também ter ação protetora das plantas contra radiações de alta intensidade. A figura 2.6 apresenta os espectros de absorção e de ação dos pigmentos cloroplastídicos associados à fotossíntese.
Figura 2.6: Espectro de absorção de pigmentos fotoreceptores (A) e taxa fotossintética (B).
A luz verde é muito pouco absorvida pelos pigmentos foliares, sendo na sua maioria, refletida ou transmitida, daí a coloração verde das folhas. Para que a fotossíntese ocorra, os pigmentos devem absorver a energia radiante para desencadear os eventos fotossintéticos. Nesse caso, o fóton precisa ter uma certa energia crítica. Isto explica a baixa eficiência da radiação infravermelha na fotossíntese uma vez que ela possui baixo valor energético.
4. Etapas da Fotossíntese
A fotossíntese nas plantas superiores ocorre em duas etapas distintas, a saber: etapa fotoquímica e etapa bioquímica, que podem ser esquematizadas pela figura 2.7.
Figura 2.7:Relação entre as etapas fotoquímica e bioquímica da fotossíntese (Buchanan,
Nas reações dependentes de luz, a energia derivada da luz solar é utilizada para energizar elétrons da clorofila, fazendo com que esses elétrons “caminhem” através de transportadores localizados na membrana do tilacóide. Nesse processo, a energia luminosa é conservada na forma química como ATP e NADPH, com a liberação simultânea de O 2 e
H2O.
Nas reações da etapa bioquímica, o ATP e o NADPH produzidos pelas reações da etapa fotoquímica são usados como energia e poder redutor na conversão de CO 2 em
carboidratos no estroma do cloroplasto.
4.1 Processo Fotoquímica da Fotossíntese
Os eventos da fase fotoquímica ocorrem nas membranas dos tilacóides e se caracterizam basicamente pela produção de um forte agente redutor, o NADPH, e as reações de fosforilação do ADP, com o propósito de gerar ATP, moléculas essas, essenciais, a serem utilizadas no processo de carboxilação e redução do CO 2 (etapa enzimática ou
bioquímica da fotossíntese). Nesta etapa fotoquímica, também há o envolvimento da água como fornecedora de elétrons e liberação de oxigênio.
4.1.1 Sistemas Fotossintéticos
O processo de absorção e transferência de energia radiante é realizado por dois sistemas de pigmentos, os quais são denominados de Fotossistema I (PSI) e Fotossistema II (PSII). Ambos são constituídos por cerca de 250 moléculas de clorofilas, distribuídas entre “a” e “b” em diferentes proporções, sendo que a relação clorofila a / clorofila b no PSI é maior do que no PSII.
transporte de elétrons até a ferredoxina, que ao ser reduzida, doa elétrons para, finalmente, reduzir o NADP+^ a NADPH. Neste caso, os elétrons doados pelo PSII são então repostos pelos elétrons resultantes da oxidação da água. Para que ocorra a transferência de energia via transporte de elétrons é necessário que cada transportador se torne alternadamente reduzido e oxidado. Redução significa receber elétrons, enquanto oxidação implica em doar elétrons para um determinado composto. Nestas condições, a substância doadora de elétrons torna-se oxidada e, o composto aceptor de elétrons, se reduz. Torna-se caracterizada, portanto, uma reação de óxido-redução, na qual tomam parte um redutor (doador de elétrons) e, um oxidante (receptor de elétrons). Concomitantemente, à migração de um elétron, ocorre a migração de um próton (H +). No final da CTE, o NADP+^ é reduzido a NADPH. Ao longo da CTE, a energia dissipada é utilizada nas reações de fosforilação acíclica e cíclica do ADP, entre a plastoquinona/citocromo b, e no PSI, levando à produção de ATP.
4.1.2.1 Componentes do Sistema de Transporte de Elétrons
a) Fotossistema I (PSI)
Quando a molécula de clorofila no centro de reação do PSI é excitada por um quanta de luz recebida pelas moléculas antena, doa elétrons para uma flavoproteína denominada ferredoxina, e por ação da NADP +^ óxido redutase^ transfere na seqüência, o elétron até o NADP+^ , reduzindo-o a NADPH.
4Fd (Fe2+^ ) + 2NADP+^ + 2H+^ 4Fd (Fe3+^ ) + 2NADPH
b) Fotossistema II (PSII)
Ao ser excitada por um quanta de luz, a molécula de clorofila ligada à uma proteína específica, presente no centro de reação, doa seu elétron até a feofitina (que é uma clorofila modificada, o Mg2+^ é substituído por 2H +) que o transfere até a plastoquinona, e desta até o
citocromo “b”, que por sua vez, repassa-o até o citocromo “f” e, finalmente até a plastocianina. A plastocianina é a doadora imediata de elétrons para as “vacâncias”
eletrônicas no P700. As “vacâncias” eletrônicas no centro de reação P680 são reocupadas por elétrons removidos da água, segundo a equação:
2H2O 4H+^ + 4ē + O 2
4.1.2.2 Fotofosforilação Fotossintética Acíclica ou Fotofosforilação Acíclica
Arnon et al. (1954) verificaram em cloroplastos de espinafre que o ATP é gerado a partir da fosforilação do ADP e fosfato inorgânico, durante o transporte de elétrons. Concluíram então que a energia de ligação fosfato do ATP era proveniente da energia livre liberada quando elétrons de alta energia fluem descendentemente das quinonas até o citocromo “f”. Percebe-se pela figura 2.9, que a fotofosforilação do ADP ocorre quando os elétrons fluem da água até o NADP+^ em um sistema acíclico. Daí o nome de fosforilação acíclica ou aberta, uma vez que os elétrons não mais retornam ao sistema.
Para cada par de elétrons que flui de uma molécula de água até o NADP+^ , duas quanta de luz são absorvidos em cada fotossistema. Para formar uma molécula de O 2 são necessárias duas moléculas de água que oxidam, gastando para tanto, oito fótons (quatro em cada fotossistema) para a redução de duas moléculas de NADP +^ a NADPH.
A reação global que envolve a redução do NADP +^ e formação de ATP pode ser assim expressa:
2NADP+^ + 2H2O + 3ADP + 3Pi 2NADPH + 3ATP + O 2 + H2O
Percebe-se pela equação acima, que a oxidação de duas moléculas de H (^) 2O requerem 8 fótons com energia suficiente para produzir 3 ATP via fosforilação acíclica. Este número de ATP é, entretanto, insuficiente para atender as necessidades energéticas na fase bioquímica da fotossíntese. Moléculas adicionais de ATP podem ser formadas através da fosforilação cíclica.
4.1.2.3 Fosforilação Fotossintética Cíclica ou Fotofosforilação Cíclica
Este processo envolve somente o PSI (Figura 2.10). Ele é chamado de cíclico porque sob a influência de 4 fótons, dois elétrons são removidos da clorofila do centro de reação do PSI e, em seu estado excitado é doado a ferredoxina que se reduz. A ferredoxina reduzida ao invés de transferir seus elétrons ao NADP +^ (fosforilação acíclica), retorna-os ao citocromo b, que volta à clorofila doadora do PSI. Nesse trajeto, é liberada energia suficiente para formar mais um ATP, sem, portanto, que haja o envolvimento da água, do PSII. Assim, não haverá formação de NADPH e, tão pouco, liberação de O (^) 2.
Figura 2.10: Esquema representativo da fotofosforilação cíclica
4.1.2.4 Compostos que Afetam o Transporte de Elétrons na Fase Fotoquímica
Aceptores de elétrons
Metil viologenio, benzil viologenio, antracnona 2 sulfonato recebem elétrons a partir do PSI em posição anterior a ferredoxina. Ferrocianeto e diclorofenolindofenol (DCPIP), por outro lado, recebem elétrons na região entre o Citocromo f e plastocianina.
Doadores de elétrons
Hidroquinona, hidroxilamina, difenilcarbazida, doam elétrons entre a água e o citocromo b. A forma reduzida de DCPIP: N,N,N,N-tetrametil-p-fenilinodiamina (TMPD) doa elétrons no mesmo ponto em que a sua forma oxidada os recebe.
Inibidores do fluxo de elétrons
2 fosfoadenosina difosfato ribose inibe a Ferredoxina-NADP oxidoredutase.
multisequencial do CO (^) 2. Este ciclo ou via metabólica de redução do CO 2 foi denominado de ciclo C 3 pelo fato do primeiro produto estável da fotossíntese ser um composto de 3 átomos de carbono, em homenagem aos seus idealizadores, Calvin, Benson e Bassham nos anos 50. Embora seja o AFG (3-PGA) o primeiro produto formado a partir da fixação do CO2, ele não se forma diretamente de 3 mol de CO 2 e sim, a partir da reação do CO 2 com uma molécula de açúcar com 5 átomos de carbono, a ribulose 1,5 bisfosfato (RuBP). Essa reação é catabolizada pela enzima Ribulose 1, 5 Bisfosfato Carboxilase/oxigenase , denominada de RuBisCO , que se encontra presente em folhas verdes, que por clivagem, origina duas moléculas de 3-PGA. A Rubisco, primeira enzima envolvida na conversão do CO 2 a carboidrato, desempenha um papel crítico na bioquímica do cloroplasto, sendo uma
das mais abundantes proteínas solúveis neste organóide. Nas plantas a Rubisco consiste de 2 subunidades peptídicas, sendo uma maior (L)
de 56 Kda e de uma menor (S) com 14 Kda. Em muitas organismos eucariótos, a subunidade L é codificada pelo genoma do próprio cloroplasto, enquanto a subunidade S é coficada pelo genoma do núcleo, onde posteriormente é transportada para o estroma do cloroplasto, originando uma holoenzima ativa. Para um desempenho eficiente do sistema enzimático da matriz cloroplastídica, torna-se necessário mecanismos regulatórios específicos, particularmente, a Rubisco, dependente de luz e variações no pH e nas concentrações de Mg2+^ do estroma.
Na seqüência, são apresentadas as três etapas do ciclo de Calvin (figura 2.13)
Carboxilação: a RUBP recebe o CO 2 produzindo AFG/APG Redução: o AFG é reduzido a triose-fosfato na presença de ATP e NADPH Regeneração: a RUBP é regenerada, a partir da triose-fosfato na presença de ATP
Figura 2.13: Resumo do Ciclo de Calvin & Benson, mostrando as etapas de carboxilação, redução e regeneração do aceptor do CO 2 atmosférico
Na seqüência, a equação simplificada mostra que para cada molécula de CO 2 incorporada, são requeridas 3 moléculas de ATP e 2 moléculas de NADPH, provenientes da fase fotoquímica da fotossíntese, gerando a produção de 3-PGA e GAP (gliceraldeido 3- fosfato).
6RUBP + 6CO 2 + 12NADPH + 18ATP^ + 6H2O^ C^ 6H12O^6 +^ 12NADP+^ + 18ADP
A figura 2.14 mostra a estequiometria do ciclo de Calvin.
Figura 2.14: Estequimometria do ciclo de Calvin (Ciclo C 3 )
4.2.2 Eficiência do ciclo C 3
Esta eficiência normalmente é medida em termos de mol de quanta absorvido/mol de CO 2 incorporado, relacionando-a a energia armazenada em um mol de carboidrato (hexose). Como vimos anteriormente, o mínimo de quantum requerido é 8 fótons para cada
mol de CO 2 fixado, embora experimentalmente pode-se chegar a 9 ou 10. Desse modo, a energia mínima necessária para reduzir 6 mol de CO 2 a um mol de hexose é de 6x8x175 = 8400 KJ (2016 Kcal). Entretanto, um mol de hexose (frutose) rende somente 2804 KJ (673 Kcal) quando oxidada, dando uma eficiência de apenas 33%, aproximadamente. Isto porque existem grandes perdas nas reações luminosas. Quando calculamos a eficiência do Ciclo C (^) 3, mais diretamente, computando-se as mudanças associadas à hidrólise do ATP (29 KJ: 7 Kcal) e NADPH (217 KJ: 52 Kcal) por mol, chega-se a 90% a eficiência (12 x 217 + 18 x 29 = 3212 KJ = 750 Kcal).
4.2.3 Ciclo de Hatch-Slack ou Via C 4
Embora a rubisco esteja presente em todas as plantas, nem todas as plantas aprersentam o 3-PGA como o primeiro intermediário estável da fotossíntese. Nos anos 60, ficou demonstrado que inúmeras espécies de plantas quando supridas com 14 C, formavam
grandes quantidades de ácidos orgânicos como primeiros produtos da fixação do CO (^) 2. Cana de açúcar, milho e numerosas espécies de Poáceas tropicais e algumas dicotiledôneas como Amaranthus mostram seguir-se o ciclo C4. As folhas destas plantas apresentam uma anatomia foliar incomum que contém dois tipos de cloroplastos contidos nas células: células do mesofilo e bainha vascular. Uma característica anatômica interesante associada
à fixação do CO 2 nessas plantas é a presença d eum anel que circunda os feixes vasculares, que botânicos alemães denominaram Anatomia Kranz (figura 2.15).
Kortschak, Hartt e Burr (1965), no Hawaí, mostraram que os primeiros produtos estáveis da fotossíntese em cana-de-açúcar eram o malato e o aspartato, após 1 segundo de exposição das plantas a uma atmosfera com 14 CO (^) 2. Foi verificado que 90% da radioatividade se
concentrava nesses dois compostos e o restante no 3-PGA, indicando com isto que o PGA não era o primeiro produto estável da fotossíntese daquelas plantas. Mais tarde, Hatch e
Slack em 1977 observaram também que este tipo de distribuição de 14 CO^2 não era exclusivo de cana-de-açúcar, mas também de um grande número de gramíneas tropicais e algumas dicotiledôneas. Hatch e Slack completaram os estudos e estabeleceram as bases para o conhecimento do Ciclo C4. A denominação C^4 advém do fato de serem o malato e o aspartato, compostos de 4 unidades de carbono.
Figura 2.15: Micrografia mostrando anatomia Kranz em milho (Buchanan, 2000).
Figura 2.17: Variação da via C4: (A) enzima málica dependente de NADP +^ ; (B) enzima málica dependente de NAD+; (C) fosfoenolpiruvato carboxiquinase (Buchanan, 2000)
Descarboxilação Via Enzima Málica Dependente de NADP +^ (EM-NADP +)
Após a carboxilação do CO 2 no mesofilo pela PEPcase dando origem ao malato, este é transportado até as células da bainha onde é descarboxilado produzindo CO 2 e Piruvato pela EM-NADP +. O CO 2 liberado é então acumulado nas células da bainha, onde em seguida é fixado pela RuBPcase, via ciclo de Calvin a 3-PGA, o qual é convertido em F6P. Lembre-se que o ciclo de Calvin opera exatamente da mesma maneira que em planta C 3. O PIR formado pela descarboxilação do MAL é então transferido até as células mesofílicas onde é convertido a PEP que agora está pronto para fixar outra molécula de CO2, recomeçando novamente o ciclo. Dessa forma, observa-se que nas plantas C (^) 4, as células mesofílicas realizam a fixação do CO2, pela via C (^) 4, entretanto, a biossíntese de carboidrato ocorre via C (^) 3, nas células da bainha (figura 2.17a).
Descarboxilação Via Enzima Málica Dependente de NAD+ (EM-NAD +)
Nas plantas que utilizam a EM-NAD+^ , o AOA (ácido oxalacético) é produzido nas células do mesofilo via PEPcase e convertido na seqüência em aspartato, o qual é transportado até as células da bainha, transformando novamente em AOA com posterior redução a malato, onde é descarboxilado pela EM-NAD +2, liberando o CO 2 e piruvato. O
CO 2 é então incorporado ao ciclo de Calvin para geração de cxarboidrato. O piruvato
formado por uma reação de transaminação é convertido em alanina que se difunde até o mesofilo via plasmodesma, onde é convertido em novamente em piruvato, regerando em seguida o PEP(fosfoenolpiruvato), permitindo o reinício do ciclo, a partir da fixação do CO 2 (figura 2.17b).
Descarboxilação via PEP-Carboxicinase
A rota é semelhante a anterior. As únicas diferenças são que o AOA presente na célula da bainha é descarboxilado a CO 2 e PEP pela enzima PEP-carboxicinase sendo o CO (^2)
produzido o substrato para fomentar o ciclo de Calvin. Uma vez que a operação do ciclo de Calvin nas células é idêntica à dos cloroplastos de plantas C (^) 3, logo a estequiometria é a
mesma, ou seja, são requeridos 3 ATP e 2 NADPH para cada mol de CO 2 fixado. Em plantas C (^) 4, 2 ATP são requeridos a mais na conversão de piruvato a fosfoenolpiruvato nas
células do mesofilo. Desta maneira, conclui-se que a via C 4 requer no total, 5 ATP e 2 NADPH por mol de CO 2 fixado (figura 2.17c).
4.2.3.1 Cinética das Enzimas de Carboxilação
A afinidade de uma enzima para com o substrato é medida pela constante de Michaelis-Menten (Km), que é inversamente proporcional à concentração do substrato. Tem-se assim, que quanto menor o Km, maior será a afinidade da enzima para com o seu substrato.
No caso particular da RuBPcase, esta apresenta pouca afinidade para com o CO (^2) (Km CO 2 = 10 a 50^ μM CO^ 2), enquanto a PEPcase, apresenta grande afinidade com o CO^2 (Km CO 2 =7,5 μM CO (^) 2). Deduz-se daí que a RuBPcase necessita de uma maior concentração de CO 2 para trabalhar numa velocidade máxima. Em plantas C3, a concentração de CO^2 na célula do mesofilo (sítio de reação da RuBPcase) é alta o suficiente para que a enzima possa operar satisfatoriamente em razão da menor resistência estomática de suas folhas. Por outro lado, a maior resistência estomática
de plantas C 4 reduzindo o fluxo de CO^2 da atmosfera para o mesofilo, não chega a afetar a taxa fotossintética porque a concentração de CO 2 nas células do mesofilo, apesar de baixa (comparativamente às plantas C3), é suficientemente alta para que a PEPcase “opere” à velocidade máxima, dado o seu baixo valor de Km. Nas células da bainha (sítio de ação da RuBPcase em plantas C (^) 4), estima-se que a concentração de CO 2 chega, em média, a 60^ μM. Esta elevação da concentração de CO^2 nas células da bainha se deve a descarboxilação do malato ou ácido oxalacético, elevando a concentração de CO 2 de forma a permitir que a RuBPcase funcione próxima de sua velocidade máxima. Observa-se, portanto, que nas plantas C4, existe uma separação espacial quanto à incorporação e transformação do CO 2 a carboidrato.
4.2.4. Ciclo CAM (Metabolismo Ácido das Crassuláceas)
O terceiro mecanismo para levar o CO 2 até o sítio de ação da RuBPcase é
encontrado nas plantas tipo CAM. Apesar do nome, esse mecanismo não é restrito somente às espécies da família Crassuláceae, plantas comuns de regiões semi-áridas. Este grupo de
plantas, que tem no cactos o seu exemplo típico, apesar de sua pouca importância econômica, porém, apresenta características ecológicas particularmente importantes. São plantas que apresentam alta eficiência no uso da água e baixa capacidade de produzir matéria seca. Algumas plantas de interesse agronômico se incluem nesta categoria, com destaque para o abacaxi. As espécies CAM, geralmente desenvolvem estruturas especializadas como cutículas e mecanismos bioquímicos de fixação e de redução do CO (^2)
numa distribuição temporal que permite minimizar as perdas de água em momentos de alta intensidade de irradiância e temperaturas muito elevadas. A economia hídrica das plantas CAM é devida à separação temporal entre a fixação de CO 2 que ocorre durante a noite quando os estômatos encontram-se abertos, e a redução do mesmo, durante o dia, quando os estômatos permanecem fechados. Por outro lado, nas plantas C4, essa^ separação é dita espacial,^ onde a fixação do CO^2 se dá nas células do mesofilo e a redução nas células da bainha. A figura 2.18, mostra o padrão metabólico de fixação e redução do CO 2 nas crassuláceas.
Figura 2.19: Seqüências metabólicas mostrando o envolvimento do cloroplasto, peroxissomo e mitocôndria, no ciclo C 2 (ciclo oxidativo do carbono fotossintético – fotorrespiração)
O ponto chave do processo está ligado à enzima Rubisco presente nos cloroplastos. Ela pode promover a reação da RuBP tanto com o CO 2 (função carboxilase) quanto com o O^2 (função oxigenase). Quando a concentração de CO 2 for baixa e alta de O^ 2, a molécula de O^2 não só compete com o CO (^) 2, como pode substituí-lo. Como resultado, as duas moléculas de RuBP tornam-se oxigenadas formando duas moléculas de ácido fosfoglicólico (2x2C=4C) e duas moléculas de 3-PGA (2x3C=6C) ao invés de quatro, que normalmente seriam formadas na caboxilação (figura 2.20).
Figura 2.20: Reação catalisada pela ribulose 1,5 bisfosfato carboxilase/oxigenase (Buchanan, 2000).
O ácido fosfoglicólico (2-fosfoglicolato) por ação de uma fosfoglicolato fosfatase transforma-se em glicolato que se difunde até o peroxissomo onde é oxidado a ácido glioxílico (glioxilato). O glioxilato por ação de uma aminotransferase, produz duas moléculas de glicina que passam para a mitocôndria, onde se convertem em uma molécula de serina (1x3C=3C) com liberação de CO (^) 2. A serina passa para o peroxissomo onde é
transaminada a ácido hidroxipirúvico (hidroxipiruvato), que é reduzido a ácido glicérico. O ácido glicérico se difunde até os cloroplastos onde é fosforilado formando o 3-PGA (1x3C). Tanto o 3-PGA quanto aquelas duas moléculas de 2-fosfoglicolato formadas diretamente pela ação da Rubisco (no início do ciclo) servirão de substrato para o Ciclo de Calvin. Com
o ciclo completo, a estequiometria fica assim estabelecida:
2RuBP + 3O 2 + 2FdxH + 3H 2 O + 2ATP (3)3-PGA + CO 2 + Pi + 2ADP + 2Fdx
Percebe-se então, que duas das três moléculas de PGA resultam diretamente da ação da RuBP/oxigenase e, a formação de uma terceira molécula de 3-PGA é o resultado do metabolismo de duas moléculas do ácido fosfoglicólico, produzida na mesma reação. Verifica-se assim, que duas moléculas de 2C (ácido fosfoglicólico = 4 átomos de C) são convertidos em uma molécula de 3C (3-PGA = 3 átomos de C) com a liberação de uma molécula de CO2, ou seja, em plantas C (^) 3, para cada 2 mol de ácido fosfoglicólico (4C) formado pela ação da atividade oxigenase da Rubisco é perdido um mol de CO 2 (1C). Conclui-se daí, que há na fotorrespiração, a recuperação de 75% do carbono que participa em cada “rodada” do ciclo. Os 25% restantes são perdidos para a atmosfera nas plantas C (^) 3, como resultado da atividade fotorrespiratória ou são refixados nas plantas C4, como se verá mais adiante. O metabolismo em plantas C 4 inclui também a formação do P-glicolato. Entretanto, nessas plantas não ocorre perda do CO 2 pelas seguintes razões: a disposição espacial das células da bainha implica que o CO 2 produzido^ pela fotorrespiração tem que se difundir pelo mesofilo para ganhar o ambiente externo. Todavia,
no mesofilo, é fixado novamente pela PEPcase, enzima de alta afinidade por CO (^) 2; sendo translocado de volta como ácido dicarboxílico para as células da bainha (C4). o ativo mecanismo de descarboxilação dos ácidos dicarboxílicos nas células da bainha aumenta a eficiência da RuBPcase em detrimento da RuBPoxigenase pelo farto suprimento de CO (^) 2, reduzindo-se assim, as perdas de CO 2 pela fotorrespiração.
Considerando a fotorrespiração no contexto da produtividade de biomassa, observa-se que do total de CO 2 fotossintético absorvido pela planta, cerca de 18 a 27% em média do
carbono é perdido na forma de CO2, sendo este um dos principais fatores de redução na produtividade de biomassa nas plantas C3. Em alguns casos, essa perda pode chegar a 50%. Ao contrário do que possa imaginar, a fotorrespiração apresenta-se como um mecanismo eficiente para as plantas dissiparem energia na forma de calor gerado na etapa fotoquímica, sobretudo sob altas intensidades de radiação, onde os estômatos encontram-se fechados, no sentido de minimizar as perdas de água por transpiração. Esta função, acredita-se ser importante para impedir possíveis danos no aparelho fotossintético. Pode-se dizer ainda, que a fotorrespiração reflete a origem evolucionária da Rubisco, sobretudo nos tempos modernos, devido as baixas razões entre CO 2 e O 2 no ar atmosférico
que conduzem a fotorrespiração, sem nenhuma outra função, senão a recuperação parcial do carbono presente no 2-fosfoglicolato. Existem evidências recentes em plantas transgênicas que a fotorrespiração em plantas C 3 protege os cloroplastos da fotoxidação e
da fotoinibição.
6. Considerações Ecofisiológicas da Fotossíntese: fatores interferentes
A atividade fotossintética de folhas intactas ou mesmo de plantas é um processo integral que depende de inúmeras reações bioquímicas. Fatores ambientais como luz, temperatura, gases e água podem afetar a fotossíntese em diferentes níveis. Por outro lado, em nível de planta, a anatomia foliar deve ser considerada pelo fato de ser altamente especializada no processo de absorção de luz, além das propriedades das células do mesofilo (parênquimas paliçádico e esponjoso) permitirem uma absorção uniforme de luz pela folha. Em adição, outros fatores relacionados às folhas como movimentos de cloroplastos bem como a arquitetura, também afetam de forma substancial a absorção de luz e, evidentemente a fotossíntese. Inúmeras propriedades do aparato fotossintético mudam de acordo com a disponibilidade de luz, incluindo o ponto de compensação de luz, o qual é maior nas folhas de sol em relação às de sombra.
Na presença de quantidades adequadas de luz, altas concentrações de CO (^2) atmosférico favorescem elevadas taxas fotossintéticas; todavia, baixas concentrações de CO2, promovem quedas substanciais na fotossíntese. A concentrações de CO^2 no ar atmosférico gira em torno de 0,03% (300 ppm). Por entender que a concentração de CO 2 no ar seja baixa, a capacidade fotossintética das plantas C 3 pode ser limitada por este fator em maior escala que as plantas C (^) 4, pelo fato destas concentrarem CO^2 nos seus tecidos foliares, sendo, portanto, menos afetadas por baixas concentrações deste gás. O fato da enzima Pepcase ter maior afinidade pelo CO 2 constitui^ numa^ das^ causas^ de^ um^ maior aproveitamento deste gás mesmo a baixas concentrações no ar, o que estas plantas a apresentarem menor ponto de compensação de CO 2 em relação as plantas C 3. Pesquisas
realizadas em casa de vegetação tem demonstrado que o aumento da temperatura e da concentração de CO 2 contribuem para um aumento da fotossíntese, sobretudo, nas plantas C 3 (Figura 2.23). Em plantas C 4 e CAM, que possuem um mecanismo de concentração de CO^2 foliar, os sítios de carboxilação estão sempre saturados, fato fisiológico que leva a diversas implicações. Tais plantas necessitam de uma menor concentração de rubisco quando comparadas às plantas que não possuem esse mecanismo, o que as tornam mais eficientes no uso de nitrogênio para o seu crescimento. O mecanismo de concentração de CO (^2)
permite que a folha mantenha altas taxas fotossintéticas mesmo sob baixas concentrações de carbono interno (Ci), requerendo baixas taxas de condutância estomática. Assim, plantas C 4 e^ CAM^ utilizam^ a^ água^ e^ nitrogênio^ mais^ eficientemente^ que^ as^ plantas^ com metabolismo C (^) 3. As plantas CAM fixam CO 2 a noite via Pepcase de forma semelhante as plantas C4, embora estas fixam C durante o dia. Plantas CAM bem irrigadas e sob temperaturas amenas comportam-se como C (^) 3, fixando e reduzindo o CO 2 via ciclo de Calvin durante o dia nas células do mesofilo.
Figura 2.23: Taxas fotossintéticas em função das concentrações de CO 2 ambiente (A) e pressão de CO 2 intercelular (B).
6.3- Temperatura
A temperatura é um outro fator do ambiente físico de fundamental importância para a fotossíntese, permitindo que as plantas fotossintetizem em diferentes habitat e numa ampla faixa térmica, como ocorrem em áreas alpinas, cujas temperaturas chegam ao redor de 0oC e, em outro extremo, como no Vale da Morte na Califórnia (USA) onde algumas
plantas exibem elevadas taxas fotossintéticas. Isto se deve a capacidade das diferentes espécies de plantas ajustarem os seus aparatus fotossintéticos a amplas faixas de temperatura. De maneira similar à luz, a temperatura varia ao longo do dia, podendo ser um fator limitante para a produtividade das plantas, por afetar as reações fotoquímicas conectadas com a CTE, limitando a atividade da rubisco, sob concentrações normais de CO 2 ambiente. A figura 2.24 mostra o efeito marcante da temperatura sobre a fotossíntese
expressa em μmol de CO (^) 2. m-2^. s-1^ em plantas C^3 e C4. As menores taxas de fotossíntese apresentadas pelas plantas C 3 sob^ temperaturas^ elevadas^ refletem^ a^ concorrência estabelecida pela fotorrespiração através da atividade da rubisco função oxigenase em detrimento da queda de atividade da função carboxilase da enzima. Sob baixas temperaturas, não se observa efeito competitivo das plantas C 4 em relação as C^ 3.
As taxas de respiração também aumentam com em função da temperatura e a interação entre fotorrespiraçao e fotossíntese torna-se aparente nas respostas a temperatura. Nas plantas C4, o rendimento quântico permanece constante com a temperatura, refletindo as
típicas baixas taxas de fotorrespiraçao. Nas plantas C3, o rendimento quântico decresce com a temperatura, refletindo a estimulação da fotorrespiraçao pela temperatura e uma decorrente demanda de energia mais alta por CO 2 liquido fixado.
Figura 2.24: Efeito de temperatura na fotossíntese de plantas C 4 ( Tidestromia oblongifolia ) e C 3 ( Atriplex glabriuscula ).
6.4- Disponibilidade de água
A maior taxa fotossintética exibida pelas plantas C 4 e a dependência térmica da fotorespiração das plantas C 3 provavelmente seja uma das principais causas da maior eficiência no uso da água pelas plantas C4. Este fato determina que a capacidade
competitiva das plantas C 4 em ambientes áridos e quentes seja consideravelmente maior em relação as C3. Plantas C^4 sob condições normais de suprimento de água e de nutrientes minerais consomem em média cerca de 250 a 350 L de água/Kg de matéria seca produzida, enquanto que as plantas C 3 e CAM consomem, respectivamente, nas mesmas condições, de 450 a 950 L e 18 a 25 L de água. Em regiões tropicais, observa-se que habitats sobreados, frios ou muito úmidos são geralmente dominados por gramíneas C (^) 3, enquanto nos habitats onde o regime hídrico é irregular e reduzido associado a altas irradiâncias e temperaturas, são dominados por espécies C4. As diferenças quanto à eficiência de uso da água entre os grupos CAM > C 4 > C^ 3, bem como a tolerância diferencial destas plantas à seca auxiliam na compreensão de suas distribuições em regiões com diferentes disponibilidades de água. Desta forma, pode-se dizer que em ambientes quentes, com baixa disponibilidade de água
e até mesmo, com baixos níveis de nutrientes inorgânicos, as plantas C 4 mostram-se mais competitivas em relação às plantas C 3. As espécies que habitam as savanas secas são do tipo C4, enquanto que em regiões submetidas à inundação estacional, coexistem espécies dos tipos C 3 e C4.
6.5- Oxigênio
A ação deste gás no processo fotossintético se associa a atividade oxigenase da rubisco na fotorrespiração, denominado de efeito Warburg, caracterizando-se como um fator competitivo com o dióxido de carbono pelo mesmo sítio ativo da rubisco. Como resultado desta competição, as plantas que utilizam o ciclo de Calvin para redução do CO 2 atmosférico passam a operá-lo no sentido de produzir maiores quantidades
de glicolato, o substrato primário da fotorrespiração, levando-as a uma perda substancial de C para a atmosfera, na ordem de 25% ou mais. As menores taxas de fotossíntese apresentadas pelas plantas C 3 são verificadas sob altas intensidades de radiação, devido o
aumento observado na fotorrespiração. Por outro lado, sob baixas intensidades de radiação, as plantas C 3 chegam a superarem as C^4 no que se refere ao desempenho fotossintético. Este fato, praticamente leva este último grupo de plantas a se excluírem de ambientes sombreados.
7. Características diferenciais entre plantas C (^) 3, C 4 e CAM
