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Cinetica enzimatica-, Apuntes de Bioquímica

Cinetica enzimatica- introduccion- resumen-procedimiento.

Tipo: Apuntes

2022/2023

Subido el 26/09/2023

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Prácticas de Bioquímica Mgr. Soledad Bornás Acosta
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PRACTICA 13
CINÉTICA ENZIMÁTICA
1. INTRODUCCIÓN
Las enzimas son proteínas que tienen capacidad de acelerar la transformación de un
sustrato en su correspondiente producto sin modificar la constante de equilibrio de la
reacción. Actúan a condiciones compatibles con la vida y su acción específica es disminuir
la energía de activación necesaria para que ocurra el cambio. Algunas enzimas dependen
solo de su estructura proteica para su actividad, en cambio otras necesitan además de
componentes no proteicos o cofactores, los cuales deben estar presentes en el medio
donde actúan.
La actividad de una enzima se puede medir cuantificando el sustrato consumido, la
concentración del producto formado o la transformación que sufre el cofactor. La
concentración de sustrato utilizada para estudios cinéticos debe ser como mínimo igual a
10 km para garantizar que el proceso se lleve a cabo en condiciones de velocidad inicial.
Parámetros usados para medir actividad:
Unidad internacional de enzima: es la cantidad de enzima que cataliza la formación de
un umol de producto por minuto bajo condiciones definidas.
Unidad de actividad: parámetros más prácticos para efectos de cálculo, corresponden
a los umoles de sustrato transformado por minuto bajo condiciones definidas. Cuando
una enzima se encuentra en una solución impura puede expresarse su actividad como
unidades de actividad por mililitro.
Actividad específica: es el número de unidades de actividad enzimática por mg de
proteínas; este parámetro es utilizado en procesos de purificación.
En la presente práctica estudiaremos el efecto de algunos factores sobre la actividad de la
enzima ureasa (C.E. 3.5.1.2) que cataliza la siguiente reacción:
La enzima a utilizarse fue purificada comercialmente por los laboratorios Merck a partir de
fuentes vegetales.
Para la evaluación de la actividad enzimática se determinará el amoniaco producido
utilizando el reactivo de Nessler (K2HgI4), el cual en medio alcalino forma un producto de
color anaranjado castaño cuya intensidad se mide colorimétricamente. Se piensa que el
complejo de color formado es el siguiente: HgONH2I.
2. OBJETIVOS
Conocer un método para medir en forma exacta la actividad enzimática.
Elegir una curva de calibración
Verificar el efecto del PH, temperatura, concentración de sustrato y enzima.
Realizar gráficos de Michaelis-Menten y Lineweaver-Burk, encontrando los valores de
Km y velocidad máxima.
Comprobar experimentalmente la acción de los inhibidores sobre el km y/o la velocidad
máxima.
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PRACTICA 1 3

CINÉTICA ENZIMÁTICA

1. INTRODUCCIÓN

Las enzimas son proteínas que tienen capacidad de acelerar la transformación de un sustrato en su correspondiente producto sin modificar la constante de equilibrio de la reacción. Actúan a condiciones compatibles con la vida y su acción específica es disminuir la energía de activación necesaria para que ocurra el cambio. Algunas enzimas dependen solo de su estructura proteica para su actividad, en cambio otras necesitan además de componentes no proteicos o cofactores, los cuales deben estar presentes en el medio donde actúan. La actividad de una enzima se puede medir cuantificando el sustrato consumido, la concentración del producto formado o la transformación que sufre el cofactor. La concentración de sustrato utilizada para estudios cinéticos debe ser como mínimo igual a 10 km para garantizar que el proceso se lleve a cabo en condiciones de velocidad inicial. Parámetros usados para medir actividad:

  • Unidad internacional de enzima: es la cantidad de enzima que cataliza la formación de un umol de producto por minuto bajo condiciones definidas.
  • Unidad de actividad: parámetros más prácticos para efectos de cálculo, corresponden a los umoles de sustrato transformado por minuto bajo condiciones definidas. Cuando una enzima se encuentra en una solución impura puede expresarse su actividad como unidades de actividad por mililitro.
  • Actividad específica: es el número de unidades de actividad enzimática por mg de proteínas; este parámetro es utilizado en procesos de purificación. En la presente práctica estudiaremos el efecto de algunos factores sobre la actividad de la enzima ureasa (C.E. 3.5.1.2) que cataliza la siguiente reacción: La enzima a utilizarse fue purificada comercialmente por los laboratorios Merck a partir de fuentes vegetales. Para la evaluación de la actividad enzimática se determinará el amoniaco producido utilizando el reactivo de Nessler (K2HgI4), el cual en medio alcalino forma un producto de color anaranjado castaño cuya intensidad se mide colorimétricamente. Se piensa que el complejo de color formado es el siguiente: HgONH 2 I. 2. OBJETIVOS
  • Conocer un método para medir en forma exacta la actividad enzimática.
  • Elegir una curva de calibración
  • Verificar el efecto del PH, temperatura, concentración de sustrato y enzima.
  • Realizar gráficos de Michaelis-Menten y Lineweaver-Burk, encontrando los valores de Km y velocidad máxima.
  • Comprobar experimentalmente la acción de los inhibidores sobre el km y/o la velocidad máxima.

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3. MATERIAL Y MÉTODOS

3.1. MATERIALES

3.1.1. Materiales biológicos

  • Ureasa 0,6mg/mL (en buffer fosfato + EDTA 0,5mM) 3.1.2. Materiales de vidrio
  • Tubos de ensayo
  • Pipetas serológicas
  • Vaso de precipitación
  • Cubetas de espectrofotómetro 3.1.3. Reactivos
  • Sulfato de amonio 5x10-^4 M
  • Reactivo de Nessler
  • Urea 0,3M
  • Buffer fosfato 0,05M PH 7,
  • Agua destilada 3.1.4. Equipos y otros
  • Baño María
  • Cocina eléctrica
  • Espectrofotómetro
  • Micropipetas (pipetas automáticas)
  • Puntas para micropipetas
  • Cronómetro
  • Gradillas 3.2. METODOS Mediante la observación y exploración se aplicará el método de espectrofotometría y reacciones químicas para evaluar la actividad enzimática de la ureasa frente a los diversos factores. 4. PROCEDIMIENTO 4.1. Elaboración de la curva de calibración para amoniaco
  • En 6 diferentes tubos de ensayo agregar las cantidades apropiadas de sulfato de amonio 5x10-^4 M para obtener los siguientes valores: 1 2 3 4 5 6 Sulfato de amonio (nmoles) 50 100 150 200 250 300
  • Completar cada tubo con suficiente cantidad de agua destilada para obtener un volumen final de 4,5 mL.
  • Mezclar y luego añadir 0,5 mL del reactivo de nessler y esperar 10 minutos para completar la reacción (a temperatura ambiente). Obtener la lectura en el espectrofotómetro a una longitud de onda de 415nm, usando como blanco agua de destilada. 4.2. Efecto de la temperatura sobre la velocidad de la reacción
  • En 5 tubos de ensayo agregar lo siguiente:

________________________________________________________________________________

  • Hacer los cálculos pertinentes para preparar en 6 distintos tubos de ensayo las siguientes concentraciones de urea: Tubo Concentración 1 0,1 x 10-^2 M 2 0,5 x 10-^2 M 3 1 x 10-^2 M 4 3 x 10-^2 M 5 4 x 10-^2 M 6 5 x 10-^2 M
  • Para un volumen final de 3mL de solución y a partir de una solución madre de urea 0,3M.
  • Completar con buffer fosfato 0,05M pH 7,4 hasta alcanzar un volumen final de 2,9mL. Luego preincubar a 37°C por 5 minutos.
  • Cumplido el tiempo, agregue rápidamente a cada uno de los tubos 0,1mL de ureasa (0,6mg/mL) e inmediatamente vuelva a incubar exactamente por 15°C (sea preciso en el tiempo y en la medida del sustrato, tampón y enzima pues de ello depende el éxito del experimento.
  • Cumplido el segundo tiempo de incubación, coloque los tubos en baño de hielo y proceda como en los casos anteriores. No olvidar el blanco. 4.6. Influencia de tiourea sobre la velocidad de reacción catalizada por ureasa
  • Prepararm6 diferentes tubos de ensayo conteniendo las mismas cantidades de urea que en el experimento anterior.
  • Agregar la suficiente cantidad de tiourea a cada tubo para conseguir una concentración final de 0,001M a partir de una solución madre de concentración 0,015M, para un volumen final de 3mL.
  • Completar a 2,90mL con buffer fosfato pH 7,4.
  • Proceder a evaluar la actividad enzimática como en los casos anteriores. No olvidar preparar el blanco. 5. RESULTADOS
  • Esquematizar el procedimiento de los experimentos, según como corresponda.
  • Con las lecturas de absorbancia determinar la concentración de producto de cada sistema.
  • Interpretar los resultados de cada experimento. 5.1. Elaboración de la curva de calibración para amoniaco
  • Coloque sus resultados en la siguiente tabla: Tubo Absorbancia SO 4 (NH 3 ) 2 nM Amoniaco (NH 4 +) nM 1 2 3 4 5 6

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  • Graficar en papel milimetrado la curva de calibración para amoniaco. 5.2. Efecto de la temperatura sobre la velocidad de la reacción
  • Consignar sus resultados en la siguiente tabla: Tubo Temperatura Absorbancia Actividad enzimática (Vi) 1 2 3 4 5
  • Graficar los resultados en papel milimetrado e indique la temperatura óptima de la ureasa. 5.3. Efecto del pH sobre la velocidad de reacción
  • Coloque sus resultados en la siguiente tabla: Tubo pH Absorbancia Actividad enzimática (Vi) 1 2 3 4 5 6
  • Graficar los resultados en papel milimetrado e indique el pH óptimo de ureasa. 5.4. Efecto de concentración de ureasa sobre la velocidad de reacción
  • Anote sus resultados en la siguiente tabla: Tubo [Ureasa] Absorbancia Actividad enzimática (Vi) 1 2 3 4 5
  • Graficar los resultados en papel milimetrado. 5.5. Efecto de concentración de urea sobre la velocidad de reacción
  • Consigne sus resultados en la siguiente tabla: Tubo [urea] 1/[urea] Absorbancia Actividad enzimática (Vi) 1/Vi 1 2 3 4 5 6