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Practicas Microbiología, Apuntes de Microbiología

Apuntes de las prácticas de microbiología

Tipo: Apuntes

2020/2021

Subido el 15/02/2021

kawaiimu
kawaiimu 🇪🇸

8 documentos

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Prácticas Microbiología:
Preparación de medios de cultivo: caldo común, agar nutritivo y medio base para la fermentación
de azúcares.
Esterilización: consiste en eliminar los posibles microorganismos presentes en el medio antes de
utilizarlo para nuestros propósitos.
Condiciones estériles: procurar una zona de trabajo estéril alta temperatura y alta presión.
Caldo común, cantidades por litro:
Extracto de carne 3 g
Peptona bacteriológica 10 g
Cloruro sódico 5 g
Cloruro magnésico (1M) 10 ml
Agar nutritivo: La composición es la misma que la del caldo común, pero se añade antes de esterilizar 15 g
de agar por litro, disolviéndolo durante la esterilización. Cuando aún está caliente, se extiende en placas
(aproximadamente 45ºC) y en tubos, que seguidamente son inclinados para obtener una superficie más
extensa.
Medio base para la fermentación de azúcares: Inicialmente se prepara un medio base pobre en
aminoácidos de la siguiente composición por litro:
Extracto de carne 1 g
Peptona bacteriológica 10 g
Cloruro sódico 5 g
2 ml/litro de púrpura de bromocresol
10 g/litro de (glucosa o lactosa o sacarosa)
Hay que poner una campana Durham en cada tubo.
Medio base para la fermentación de azúcares (400 ml) 7 ml/tubo con campana Durham
Rotular (G o L o S) según el tipo de azúcar
Esterilización (1 atm o 0.5 atm los medios con azúcares). Todo el material de vidrio se esteriliza mediante
calor seco en Horno Pasteur.
Siembra de microorganismos, siempre con ASA DE SIEMBRA
1. Placas de Petri
2. Tubos con caldo (líquido)
3. Tubos con agar inclinado
Se lleva una porción de una población de microorganismos (inóculo) de un cultivo crecido a un medio
nutritivo para su crecimiento.
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Prácticas Microbiología:Preparación de medios de cultivo: caldo común, agar nutritivo y medio base para la fermentación de azúcares.  Esterilización: consiste en eliminar los posibles microorganismos presentes en el medio antes de utilizarlo para nuestros propósitos. Condiciones estériles: procurar una zona de trabajo estéril  alta temperatura y alta presión. Caldo común, cantidades por litro:  Extracto de carne 3 g  Peptona bacteriológica 10 g  Cloruro sódico 5 g  Cloruro magnésico (1M) 10 ml Agar nutritivo : La composición es la misma que la del caldo común, pero se añade antes de esterilizar 15 g de agar por litro, disolviéndolo durante la esterilización. Cuando aún está caliente, se extiende en placas (aproximadamente 45ºC) y en tubos, que seguidamente son inclinados para obtener una superficie más extensa. Medio base para la fermentación de azúcares : Inicialmente se prepara un medio base pobre en aminoácidos de la siguiente composición por litro:  Extracto de carne 1 g  Peptona bacteriológica 10 g  Cloruro sódico 5 g  2 ml/litro de púrpura de bromocresol  10 g/litro de (glucosa o lactosa o sacarosa) Hay que poner una campana Durham en cada tubo. Medio base para la fermentación de azúcares (400 ml) 7 ml/tubo con campana Durham Rotular (G o L o S) según el tipo de azúcar Esterilización (1 atm o 0.5 atm los medios con azúcares). Todo el material de vidrio se esteriliza mediante calor seco en Horno Pasteur. Siembra de microorganismos, siempre con ASA DE SIEMBRA

  1. Placas de Petri
  2. Tubos con caldo (líquido)
  3. Tubos con agar inclinado Se lleva una porción de una población de microorganismos (inóculo) de un cultivo crecido a un medio nutritivo para su crecimiento.

Colección Escherichia coli 37ºC Gram negativa Pseudomonas aeruginosa 37ºC Gram negativa Staphylococcus aureus 37ºC Gram positiva Micrococcus luteus 30ºC Gram positiva Nocardia corallina 30ºC Gram positiva Bacillus cereus 37ºC Gram positiva (¡Cuidado porque forma esporas!) Observar a las 24 y 48h. Cada una de las bacterias de la colección se inocularán en un tubo de caldo común y en otro de agar inclinado. La bacteria problema, además de en esos medios, se inoculará también en una placa de agar común para conseguir colonias aisladas, por agotamiento de la siembra o por siembra y esterilización entre recorridos soplantes.

1. Siembra en placa de Petri: a. Esterilizamos quemando el asa b. Tomar el inóculo c. Zigzag en la placa de Petri d. Quemar el asa de nuevo (dejar enfriar) e. Arrastramos de la ultima estría y hacemos un nuevo zigzag. f. Quemar el asa de siembra (enfriar) g. Zigzag a partir de la última estría… 2. Siembra en tubo de caldo: a. Tomar inóculo b. Abrir tubo destino c. Agitar el asa dentro del líquido. Fermentación de azúcares : fermentación son reacciones de obtención de energía que no requieren la participación de una cadena de transporte de e-. En el caso de azúcares, se trata de un proceso de oxido- reducción capaces de regenerar NAD+, y tienen como productos finales alcoholes, ácidos... acompañados o no por la formación de gases.  Producción de ácidos: Color amarillo (antes Púrpura de Bromocresol)  Producción de gas : acumulación de gas en las CAMPANAS DE DURHAM. OBSERVACION MACROSCÓPICA: Las colonias que forman sobre medio sólido si que son visibles. Se pueden estudiar a nivel morfológico:  Forma de la colonia.  Tamaño.  Aspecto del borde (rugoso, liso, ondulado, ramificado).  Brillo.  Color.

OBSERVACION MICROSCÓPICA

Las bacterias son incoloras, pero podemos observarlas mediante su teñido con colorantes (al teñir, las matamos). O para verlas vivas y en movimiento mediante un sistema de contraste de fases.Con flagelación polar : P.Aeruginosa. movimientos rápidos en zigzags, cambios bruscos de dirección.  Con flagelación perítrica : E. Coli. movimientos más lentos, suaves y giros ondulados.  Inmoviles : desplazamientos por corrientes o vibración en el medio de observación. Todas vibran, Movimiento Browniano. La mayoría flagelación perítrica. Para observar las bacterias teñidas hay que hacer su fijación. Se prepara un frotis a partir de medio líquido, y posteriormente se deshidrata el frotis por calentamiento suave. Tras la fijación por calor se procede a la tinción. Tinción de Gram: Se trata de una tinción diferencial (solo permite el crecimiento de 1 sola bacteria) que distingue las bacterias por las características de su pared celular. Se realizan 3 tinciones: una con la bacteria problema sola y otras dos en las que ésta se mezcla con una G+ y con una G-.

  1. Hacer frotis y fijar
  2. Cubrir con cristal violeta durante 1min.
  3. Eliminar cristal violeta y tratar con Lugol 1min. Se refuerza interacción colorante-pared celular.
  4. Lavar con alcohol por goteo continuado durante 20seg. Añadir inmediatamente agua para evitar el arrastre completo de todo el colorante. Aquí se produce la decoloración diferencial de las G-.
  5. Tratar con safranina durante 1min como colorante de contraste.Solo teñirá las formas vegetativas.
  6. Lavar con agua abundante, secar al aire. G- de color ROJO y G+ de color AZUL. Tinción de esporas con verde de malaquita Tinción diferencial que se efectúa de forma separada con la bacteria problema y con Bacillus Cereus como productor de endosporas.
  7. Hacer 2 frotis de cultivos procedentes de MEDIO SÓLIDO de la bacteria problema y de Bacillus de la colección. Fijar por calor.
  8. Cubrir con 3 filtros cada preparación y añadir verde malaquita hasta que estos queden empapados y pegados al frotis. Calentar progresivamente con el mechero. En esta fase se tiñen las formas vegetativas y las esporas.
  9. Coger las preparaciones con pizas y lavarlas. Quedan teñidas las esporas en el interior.  G+: Peptidoglicano grande, donde se meterá el colorante. M.Luteus.  G-: Peptidoglicano pequeño, se destiñe y pone 2º colorante, E.Coli.  P.Aeruginosa es Gram – y forma cocoide.
  1. Teñir con colorante de contraste como la safranina ahora en frio durante 1min. Se teñirán las formas vegetativas. *Esporas: verde Formas vegetativas: rojo. Siembra en API20E: PAGINA 9 Consta de 10 reacciones específicas de fermentación de azucares y otras 10 de utilización de sustratos o presencia de determinadas enzimas. Preparar una cámara húmeda, repartir aproximadamente 5 ml de agua en los alveolos de la base. En pocillos [CIT], [VP] y [GEL] debemos añadir ~100 microlitros de suspensión bacteriana. En pocillos ADH, LDC, ODC, URE, SH2. añadimos ~100 microlitros de parafina para impedir el paso de O2 (mantener atmósfera anaerobia). Incubar a 30 o 37ºC 24 h según bacteria problema.  Un amarillo muy pálido debe considerarse positivo  Un color naranja pálido después de 24h de incubación podría considerarse negativo.  La lectura debe hacerse en la cúpula (anaerobiosis)  La fermentación comienza en la parte inferior de los tubos, la oxidación en la superior. Del ácido láctico  ácido fórmico. Glucosa  ac. Láctico  ac. Fórmico  CO2 + H2O. El bicarbonato alcaliniza, lo que ayer era amarillo, hoy ha vuelto a color violeta. ANTIBIOSIS: PAG 11 Determinar a qué antibióticos es sensible la bacteria problema. Existen métodos cualitativos (antibiograma ) y cuantitativos para medir antibiosis. Determinaremos la C.M.I. Concentración Mínima Inhibitoria. A. Método cualitativo con la bacteria problema. B. Método cuantitativo con E. coli. La técnica se basa en la difusión de un antibiótico en una placa de agar a partir de un disco de papel empapado con el antibiótico, que formará un gradiente de concentración y esto hará que la bacteria no crezca, produciéndose un halo alrededor del disco. Este halo será mayor o menor dependiendo de la sensibilidad de la bacteria al antibiótico Revelado de VP : Rojo o rosa  + Revelado TDA: Aparición inmediata de un color marron oscuro  + Revelado IND : Anillo rojo  +

Existen sin embargo organismos anaerobios o microaerófilos que carecen de dicha actividad, constituyendo esta prueba un importante elemento taxonómico. El ensayo es muy sencillo, pues basta con añadir una gota de agua oxigenada sobre una colonia del cultivo y observar si de ésta se empiezan a desprender burbujas de oxígeno (si salen burbujas+) como consecuencia de la actividad enzimática de la catalasa: 2H2O2 ==========> 2H2O + O AISLAMIENTO DE BACTERIAS LÁCTICAS Y PRODUCCIÓN DE YOGUR. Para el aislamiento, emplearemos el medio MRS (Man, Rogosa y Sharpe). Es un medio muy rico que contiene polisorbato, acetato, magnesio y manganeso que actúan como factores de crecimiento para muchos lactobacilos. Incubar 2 diluciones de suero de yogur en condiciones microaerófilas durante 48h a 37grados.  Lactobacillus bulgaricosStreptococcus thermophilus (+ abundante) ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO DE AGUAS CONTAMINADAS 4 posibles tipos de bacterias contaminantes: Fermentadoras de lactosa: (lac +)rojo

_1. E. Coli

  1. Enterobacter aerogenes_ Extender 0,1 ml de las diluciones 10-^4 y 10-^3 sobre dos placas de agar de McConkey, tras 24, se cuentan las colonias rojas y las rosáceas y se multiplican ambos números por los factores de dilución. Una vez hecho esto, se toman varias colonias rojas y/o rosas al azar y se extiende un inóculo denso sobre la superficie de una placa de agar EMB (a 37ºC). En este medio:  E. Coli: colonias negras con reflejos verdes metalizados  Enteronacter: colonias rosáceas y nunca reflejos No fermentadoras de lactosa: (lac - )amarillas _3. Salmonella Typhimurium
  2. Morganella Morganii_

Extender 0,1 ml de las diluciones 10-^5 y 10-^4 , en placas de agar verde brillante (37ºC 24-48h). Sobre este medio Salmonella y Morganella generan metabolitos alcalinos que hacen que los alrededores de las colonias se vuelvan rosa, mientras que los fermentadores no crecen o viran hacia el amarillo. Para confirmar si se trata de morganella o salmonella, hay que reinocularlas en caldo de urea-indol y en TSI. Sobre el caldo de urea la estirpe de Morganella debe generar color ROSA, y en TSI solo la Salmonella debe aparecer con precipitados negros (por producción de SH2 que genera sulfuro de hierro). CONJUGACIÓN: Es uno de los mecanismos más comunes de diseminación de genes en la naturaleza. Una cepa portadora de un plásmido (conjugativo), es capaz de transferir una copia de éste a una bacteria receptora. Puede ocurrir entre bacterias de la misma especie o de especies (o géneros) distintos. Los transposones (movilización de los genes de resistencia a antibióticos promovida por elementos genéticos denominados transposones). Un transposón es un fragmento de DNA con capacidad para cambiar de localización dentro de la misma molécula de DNA o entre moléculas distintas.  Tomar 2 tubos con 5 ml de SO4Mg 10 mM  Tomar los filtros con las pinzas e introducir cada uno en uno de los tubos. Agitar intensamente  Extender 100 microlitros en placas de selección ( Rifampicina + Kanamicina). Incubar a 37ºC O/N TRANSFORMACIÓN:

  • Tomar de la nevera las células tratadas con el Cl2Ca
  • Añadir 10 microlitros de la mezcla de plásmidos en 1 sólo de ellos
  • Incubar en hielo 5 minutos TSI: Contiene lactosa, sacarosa y glucosa, citrato férrico y tiosulfato de sodio, y rojo fenol como indicador. Se inocula en picadura (microaerobiosis) y extensión superficial. Las sulfitoreductoras dan sulfuro de hierro que resulta en precipitados negros en la zona anaeróbica. Caldo de urea-indol: Medio pobre y bastante tamponado, que permite determinar la presencia de la actividad ureasa (NH2)2CO + H2O → CO2 + 2NH3 Sube el pH y se detecta por cambio de color del indicador.