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Curso de Interpretação de Exames Laboratoriais Módulo 02 Apostila
Tipologia: Notas de estudo
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Atenção: O material deste módulo está disponível apenas como parâmetro de estudos para este Programa de Educação Continuada, é proibida qualquer forma de comercialização do mesmo. Os créditos do conteúdo aqui contido são dados aos seus respectivos autores descritos na Referência Consultada.
Parasitologia
1. Noções Gerais:
Parasitologia é o estudo dos parasitas ou das doenças parasitárias, seus métodos de diagnóstico e controle. As chamadas doenças parasitárias ainda são responsáveis por um alto índice de morbidade ao redor do mundo. Apesar do grande avanço tecnológico, do alto padrão educacional, da boa nutrição e de boas condições sanitárias, mesmo os países desenvolvidos estão sujeitos a doenças parasitárias. Nos últimos anos, a investigação e o tratamento dessas doenças receberam interesse renovado. A globalização permite um rápido trânsito de pessoas pelo mundo, como viajantes e migrantes de áreas endêmicas. Além disso, o fato de terem sido encontrados patógenos emergentes e reemergentes em pacientes imunocomprometidos por diferentes motivos, especialmente em pacientes com AIDS, fez com que parasitos anteriormente sem importância clínica em humanos, como os coccídeos intestinais Isospora belli , Cryptosporidium parvum e Sarcocystis hominis , fossem observados. Parasitos são organismos que vivem em ou sobre um hospedeiro e sobrevive às suas custas. Os parasitos são classificados em:
Para um diagnóstico parasitológico preciso, é importante levar em consideração fatores que condicionam as parasitoses, como o mecanismo de transmissão, a biologia, o clima e as condições sanitárias, além da patogenia. O exame clínico é o primeiro passo para o diagnóstico, mas o laboratório é essencial nessa definição, estabelecendo a espécie de parasito presente no paciente e, conseqüentemente o tipo de medicamento a ser utilizado pelo clínico durante o tratamento. É no aparelho digestivo que a grande maioria dos parasitos do homem encontra seu hábitat adequado. Cada parasitose, no entanto tem a sua peculiaridade, dependendo da biologia do helminto ou protozoário a ser pesquisado. Por essa razão, não existe um método único, capaz de identificar com precisão todas as formas de parasitos. A amostra mais utilizada para a pesquisa de parasitas são as fezes, todavia os parasitos podem estar presentes dentro e sobre todas as partes do corpo (ex: Plasmodium , Trichomonas ). Assim, na falta de um método univalente, dentro dos descritos na literatura, temos de lançar mão de diferentes métodos diagnósticos isolados eletivos para um determinado parasito, ou combinados, para poder realizar um diagnóstico mais preciso de acordo com o parasito investigado. Os melhores resultados são obtidos com a utilização combinada dos métodos de Hoffmann e colaboradores e Kato-Katz. O método de Hoffmann e cols., apesar de simples sedimentação, apresenta excelentes resultados na detecção de ovos, cistos e larvas. Na pesquisa específica do helminto Schistosoma mansoni , o método mais eficaz é o Kato-Katz, que permite uma avaliação da carga parasitária, graças à contagem do número de ovos por grama de fezes. Ainda mencionando a esquistossomose, autores citam que devem ser realizados pelo menos seis exames de fezes com resultados negativos para que seja requisitada uma biópsia retal. Nesse caso, o material é colhido pelo médico e remetido ao laboratório para análise.
Outro método recomendado, especialmente nos casos de pacientes com eosinofilia muito alta, é o Baermann-Moraes, específico para a pesquisa de formas larvares de nematódeos, principalmente o Strongyloides stercoralis , que é eliminado nas fezes na sua forma larvar. Para a pesquisa de helmintos como a Taenia sp ., que elimina proglotes, recomenda-se a tamização (simples peneiração das fezes) ou a identificação de vermes, em que será feita a identificação dos proglotes de Taenia sp ., e de vermes adultos de outros helmintos. Em crianças, a literatura relata um alto índice de contaminação com Enterobius vermicularis , cuja fêmea realiza a oviposição durante a noite, na região perianal. Nesses casos, o exame parasitológico costuma apresentar-se negativo, e a técnica indicada é a fita gomada transparente, aderida a uma lâmina, chamada de método de Graham. A investigação da presença de helmintos nas fezes é realizada pela pesquisa de ovos ou larvas. Já as infecções por protozoários são diagnosticadas quando se encontram trofozoítos, cistos ou oocistos nas fezes. O exame parasitológico mais simples é o que permite a detecção de ovos e larvas de helmintos e cistos de protozoários nas fezes frescas. A eliminação intermitente de formas de resistência, a intensidade do parasitismo e o exame que utiliza apenas pequena amostra do material oferecido são alguns dos fatores que interferem na positividade do exame. Isso se deve ao fato de as técnicas existentes possuírem em geral ótima especificidade, embora a sensibilidade só se mostre adequada se forem solicitados exames em pelo menos três amostras de fezes de dias distintos. A técnica do MIF (Merthiolate/Iodo/Formol) é uma metodologia que possibilita o achado de estruturas de resistência de helmintos e protozoários. As amostras de fezes devem ser coletadas em três dias distintos, num recipiente contendo o conservante MIF. Esse conservante contém formol, razão pelas quais as fezes não necessitam de conservação em geladeira. É também muito útil em crianças, por apresentar um alto índice de positividade para Giardia lamblia , protozoário que tem um ciclo biológico com período sem eliminação de cistos que pode chegar a 15 dias.
consistência das fezes não interfere na distribuição dos ovos e das larvas de helmintos, apesar de nas amostras líquidas haver uma distribuição relativa do número de ovos, devido ao fator de diluição. As fezes devem ser distribuídas no laboratório quanto a sua consistência. O material fecal líquido ou pastoso deve ser examinado primeiro, sendo seguido pelos espécimes semiformados e formados. Registrar a presença de sangue e muco nas amostras fecais, os quais podem indicar manifestações patológicas do trato gastrointestinal. O sangue oculto nas fezes pode estar relacionado com uma infecção parasitária, ou ser um resultado de outras condições anormais. A ingestão de diferentes produtos químicos, medicamentos ou alimentos podem atribuir às fezes colorações variadas. O exame macroscópico pode ser realizado pela simples observação ou pela tamização, as quais, em muitos casos, são suficientes para estabelecer um diagnóstico final.
2.1.1 Simples Observação:
Examinar e revolver todo o material fecal com bastão de vidro. Anotar todas as características observadas e coletar os vermes adultos ou proglótides de tênias dejetadas.
Distribuição de cistos e trofozoitas em relação à consistência do material fecal. Fonte: Fundação de Medicina Tropical do Amazonas
2.1.2 Tamisação:
Emulsionar as fezes com água. Coar a emulsão através de peneira metálica. Este procedimento deve ser realizado em uma pia, servindo-se de um jato de água corrente. Vermes adultos como o Ascaris lumbricoides e Enterobius vermicularis são encontrados freqüentemente misturados ou na superfície das fezes, como também as proglótides de tenias. Outros helmintos como o Trichiuris trichiura , ancilostomídeos e Hyminolepis nana são depositados no bolo fecal após o início do tratamento. Freqüentemente poderão ser encontrados helmintos adultos nas amostras fecais e ausência dos ovos. Esses processos macroscópicos são vantajosos para a demonstração e coleta de pequenos helmintos, de proglotes e de escólices.
2.2 Identificação de Proglótides de Taenia:
Dois métodos são indicados para a identificação de proglótes de Taenia : o ácido acético e o de Campos (Amato Neto & Correa, 1980).
2.2.1 Método do Ácido Acético Glacial:
Colocar em uma placa de Petri, contendo ácido acético glacial, a proglote a ser identificada, durante 15 a 20 minutos. Após o período, comprimi-la entre lâminas. Examinar sob iluminação intensa.
2.2.2 Método de Campos:
Dissolver três comprimidos de metoquina em 5 ml de água destilado-deionizada. Mergulhar nesta solução, durante 15 minutos, a proglote a ser identificada. Após este período, comprimi-la entre lâminas. Examinar sob iluminação intensa.
2.3 Direto:
2.4 Técnicas de Concentração:
2.4.1 Flutuação Simples:
Flutuação em Solução Saturada de Cloreto de Sódio (Willis, 1921): Colocar uma quantidade de fezes de aproximadamente 1 a 2 g., coletada de várias partes do bolo fecal, em pequena cuba de vidro de 3 cm de diâmetro com capacidade aproximada de 20 ml. Completar ¼ da capacidade do recipiente com solução saturada de cloreto de sódio. Suspender as fezes na solução saturada salina até haver uma total homogeneização. A lamínula deve ficar em contato com o menisco durante 30 a 45 minutos; não deverá haver formação de bolhas de ar entre a lamínula e a superfície do líquido. A gota contendo os ovos se adere à face inferior da lamínula. Remover a lamínula e inverter rapidamente a sua posição sobre uma lâmina. Examinar ao microscópio com objetiva de pequeno aumento. Observações: Os ovos não flutuam na superfície do reagente quando a homogeneização do material fecal é incompleta, havendo uma imperfeita separação dos ovos e dos detritos fecais. A flutuação é muito curta (menos de 30 minutos) ou muito longa (mais de 60 minutos). Nesse caso os ovos que flutuam na superfície podem descer para o fundo da pequena cuba (Suzuki, 1980).
2.4.2 Centrífugo-Flutuação:
Centrifugo - Flutuação em solução de Sulfato de Zinco (Faust et al. 1938):
2.4.2.1 Material fecal fresco :
Colocar 1 ou 2 g de fezes coletadas de várias partes do bolo fecal em frasco contendo 10 mL de água corrente. Filtrar a suspensão através de gazes dobrado em quatro vezes e receber o filtrado em um tubo cônico de centrífuga de 15 ml. Adicionar água corrente até completar 2/3 da capacidade do tubo. Centrifugar (650 x g por 1 minuto). Decantar o sobrenadante e adicionar 1 a 2 mL de água corrente ao sedimento, antes de ressuspendê-lo. Completar com água corrente 2/3 do volume do tubo, agitar e centrifugar.
Repetir até que o sobrenadante apresente-se relativamente claro. Depois que o último sobrenadante é decantado, adicionar 1 a 2 mL do reagente, e ressuspender o sedimento: completar com sulfato de zinco até 0,5 cm da borda do tubo e centrifugar (650 x g por 1 min). Cuidadosamente, remover o tubo da centrifuga e, sem agitação colocá-lo em uma estante em posição vertical. Com uma alça de arame (diâmetro de 5 a 7 mm) tocar no centro da membrana formada na superfície, transferindo várias alçadas para uma lâmina de microscopia. Examinar ovos, larvas e cistos. Alguns pesquisadores preferem à sobreposição de uma lamínula na borda do tubo à remoção da película com alça de arame (Burrows, 1965: Melvin & Brooke, l982).
2.4.2.2 Material Fecal Preservado pela Solução de Formaldeido:
A suspensão fecal formolizada deverá ser aproximadamente uma parte de fezes para duas a três partes de solução de formoldeido. Se a suspensão for muito espessa, diluir com solução de formaldeido a 10 % para se aproximar da proporção. Filtrar a suspensão fecal formolizada, através de gazes umedecidas de modo a obter ¾ de um tubo de 13 x 100 mm. Adicionar, se necessário, ao tubo água corrente. Seguir as demais etapas como foi descrito para o material fecal não preservado, usando sulfato de zinco de densidade 1. g/ml. Observação: Alguns ovos de trematódeos e de cestóides podem estar presentes na superfície da membrana, em densidade alta de 1,20 g/mL. Entretanto, para um exame completo, deverá ser examinada a membrana e o sedimento, uma permanecia prolongada da suspensão de fezes na solução de sulfato de zinco, de alta densidade específica, pode resultar em colapso e distorção dos cistos e dos ovos de nematóides com parede fina. Examinar a preparação após 20 minutos (Ash & Orihel, 1987).
2.4.3 Técnica de Sedimentação:
2.4.3.1 Sedimentação Espontânea em água (Lutz, 1919; Hoffmann, Pons e Janer, 1934):
fechar o tubo e agitar vigorosamente, na posição invertida, por 30 minutos. Remover a tampa com cuidado. Centrifugar (500 x g por 1 min). Quatro camadas se formarão: (1) sedimento no fundo do tubo contendo os parasitas, (2) camada de formalina, (3) tampão de detritos fecais, e (4) camada de éter na superfície. Afrouxar e separar o tampão de detritos das paredes do tubo com um estilete fino, e com cuidado decantar as três camadas superiores. Limpar com swab de algodão as paredes do tubo, removendo os detritos remanescentes. Uma pequena quantidade de líquido que permanece nas paredes do tubo escorre para o fundo junto ao sedimento. Misturar o líquido e o sedimento, preparando as lâminas para a pesquisa de ovos, lavas e cistos.
2.5 Métodos Quantitativos:
2.5.1 Método Modificado de Kato-Katz (Kato, 1960; Katz, Chaves e Pellegrino, 1972):
Colocar a amostra fecal sobre o papel absorvente. Comprimir a tela metálica ou de náilon sobre as fezes, fazendo com que parte passe através das malhas. Remover as fezes que passam através das malhas e transferi-las para o orifício do cartão, colocado sobre a lâmina. Depois de encher o orifício central, remover com cuidado o cartão, deixando as fezes com a lamínula. Cobrir as fezes com a lamínula de celofane, invertendo e pressionando a lâmina sobre o papel absorvente. Deixar a preparação em repouso (clarificação) durante 30 minutos a 34-40°C ou à temperatura ambiente por 1-2 horas. Examinar a preparação ao microscópio
2.6 Métodos para Isolamentos de Larvas:
2.6.1 Método de Baermann (1917) e Moraes (1948) :
Método baseado no hidrotermotropismo positivo das larvas de Strongyloides stercoralis. Colocar a água aquecida (aproximadamente 50 ºC) no funil com o tubo de látex vedado pela pinça de Mohr, quantidade suficiente para tocar a extremidade inferior da
peneira contendo as fezes. Depositar pequena quantidade de fezes sobre a peneira contendo gaze e deixar em repouso por 45 a 60 minutos. Após este tempo, soltar a pinça de Mohr e deixar que o material escorra para um tubo de hemólise. Centrifugar o material em baixa rotação e observar o sedimento em objetiva de 10x. Este método é específico para a pesquisa de larvas de S. stercoralis. Nota: Esse método é baseado no hidro e termotropismo das larvas que saem do material, migrando para a água quente; por densidade, se depositam no fundo do funil. Para maior comunidade, costuma-se construir um pequeno suporte de tábua, com vários furos circulares para receberem os funis, facilitando o trabalho. Algumas vezes, para examinar larvas de helmintos há necessidade de matá-las e, para isso, é adicionado gotas de lugol (estando imóveis, permitem a visualização dos detalhes no diagnóstico específico).
2.6.2 Método de Rugai, Mattos & Brisola (1954):
Estender, sobre a abertura de um recipiente contendo fezes, gaze dobrada quatro vezes, e repuxar as extremidades para trás; Encher, com aproximadamente 70 a 100 ml de água corrente aquecida a 40-45°C, um copo cônico de sedimentação (capacidade de 125ml); Transferir o recipiente com as fezes para o interior do copo cônico de sedimentação, de modo que o líquido alcance toda a extensão da abertura do recipiente, cuidando para não formar bolhas de ar; Deixar em repouso durante 60 minutos. Colher o sedimento, no fundo do copo cônico, com pipeta capilar longa. Alguns autores recomendam retirar o recipiente do copo Cônico antes da colheita do sedimento. Entretanto, outros preferem manter o recipiente, para evitar o revolvimento do líquido; Examinar o sedimento entre lâmina e lamínula. Corar a preparação com solução de lugol. Observação: Este método é indicado para a pesquisa de larvas de S. Stercoralis.
2.7 Método de Graham (Teste da fita adesiva/gomada) :
A fêmea do Enterobius vermicularis faz sua postura na região perianal durante a noite, e não no lúmen intestinal. Por isso, o exame de fezes de rotina é quase sempre ineficaz (negativo). Assim, deve ser utilizado o método de pesquisa na fita adesiva (método
nilli Cryptosporidium parvum Ñ^ Ñ^ Ñ^ Ñ^ Ñ^ Ñ^ Ñ^ P^ Ñ Isospora beli P P Ñ Ñ Ñ Ñ Ñ P Ñ E=Eletivo P=Possível Ñ=não-indicado
Tabela contendo alguns parasitos intestinais e respectivas técnicas para identificação
3. Pesquisa de Elementos Anormais nas Fezes:
É pesquisada a presença de hemácias, leucócitos, pH, rotavírus, etc. Como os leucócitos e as hemácias são rapidamente destruídos no lúmen intestinal, quando presentes, sugerem a presença de lesões intestinais mais altas, associadas ao aumento do trânsito intestinal, ou de lesões de partes mais baixas do cólon, como colites ulcerativas, disenterias bacilares, diverticulite e tuberculose intestinal. A presença de leucócitos isolados sugere infecções bacterianas, colites inflamatórias e, quando em menor quantidade, pode estar associada a lesões parasitárias. As fezes frescas devem ser coletadas em frasco plástico. No caso de fezes sólidas ou pastosas, a quantidade deverá corresponder a 5 colheres plásticas fornecidas com o frasco de coleta. Se as fezes estiverem liquefeitas, pelo menos 10 mL deverão ser fornecidas ao laboratório para análise. As fezes deverão ser coletadas originalmente num recipiente limpo, e a seguir transferidas para o frasco coletor. O paciente não deve estar em uso de laxantes nem ter sido submetido ao uso de contrastes radiológicos nos três dias anteriores à coleta. Durante a coleta, é importante evitar a contaminação pela urina, pois a sua presença acelera a fermentação bacteriana, prejudicando a conservação.
3.1 Pesquisa de Gordura Fecal:
A presença de gordura fecal é indicativa de má absorção de gorduras pelo intestino. É importante como diagnóstico de triagem da esteatorréia associada a patologias do intestino delgado, fibrose cística de pâncreas, pancreatite crônica, doenças inflamatórias intestinais, enteropatias virais, bacterianas e parasitárias. Fezes frescas devem ser coletadas em frasco
plástico. As instruções para coleta são as mesmas: No caso de fezes sólidas ou pastosas, a quantidade deverá corresponder a 5 colheres plásticas fornecidas com o frasco de coleta. Se as fezes estiverem liquefeitas, deverão ser fornecidos ao laboratório pelo menos 10 mL para análise. As fezes deverão ser coletadas originalmente num recipiente limpo e a seguir transferidas para o frasco coletor. O paciente não deve estar em uso de laxantes nem ter sido submetido ao uso de contrastes radiológicos nos 3 dias anteriores à coleta.
3.2 Pesquisa de Larvas:
Alguns helmintos eliminam formas larvares no lugar de ovos, como acontece nos casos de Strongyloides stercoralis , helminto responsável por alto índice de eosinofilia. Fezes frescas devem ser coletadas em frasco plástico. As instruções para coleta são as mesmas acima descritas.
3.3 Pesquisa de Rotavírus :
Apesar de desconhecermos os percentuais exatos da incidência de gastroenterites causadas pelo rotavírus, sabemos que se trata do maior responsável pelos episódios de diarréia infantil no mundo e que, de acordo com a bibliografia, raramente se manifesta em adultos. A transmissão é fecal-oral, apresentando pico de incidência nos meses de inverno. As fezes frescas devem ser coletadas em frasco plástico. As instruções para coleta do material são as mesmas anteriormente descritas. Como é feita em crianças e lactentes, a coleta pode ser realizada diretamente das fraldas, desde que não estejam contaminadas por urina.
3.4 Pesquisa de Sangue Oculto:
A pesquisa de sangue oculto nas fezes é útil para a identificação de lesões do tubo gastrointestinal que cursam sem sangramento clinicamente visível. As causas mais
Azul intenso: ++++ 3.5 Pesquisa de Trofozóides:
Os trofozoítos são formas vegetativas dos protozoários. Pesquisá-los é importante em fezes diarréicas, com o objetivo de identificar Giardia intestinalis , Entamoeba histolytica , Dientamoeba fragilis e outros protozoários intestinais, os quais muitas vezes não são evidenciados pelos exames parasitológicos de rotina, que realizam a pesquisa de formas de resistência (cistos). Devem ser coletadas fezes diarréicas, recém-emitidas, em recipiente com líquido conservante.
4. Alguns Parasitos de Importância Médica:
4.1 Giardia lamblia
A infecção por protozoários atinge, principalmente, a porção superior do intestino delgado. A infecção sintomática pode apresentar-se através de diarréia, acompanhada de dor abdominal. Esse quadro pode ser de natureza crônica, caracterizado por dejeções amolecidas, com aspecto gorduroso, acompanhadas de fadiga, anorexia, flatulência e distensão abdominal. Anorexia, associada com má absorção, pode ocasionar perda de peso e anemia.
Trofozoítos de Giardia lamblia Microscopia eletrônica de varredura Fonte: Arturo Gonzalez, CINVESTAV, México.
É doença de distribuição universal. Epidemias podem ocorrer, principalmente, em instituições fechadas que atendam crianças, sendo os grupos etários mais acometidos menores de 5 anos e adultos entre 25 e 39 anos. A giardíase tem como agente etiológico a Giardia lamblia , protozoário flagelado que existe sob as formas de cisto e trofozoíto. A primeira é a forma infectante. Existem duas formas de transmissão: Direta e Indireta. A transmissão direta se faz pela contaminação das mãos e conseqüente ingestão de cistos existentes em dejetos de pessoas infectadas; já a transmissão indireta ocorre através de ingestão de água ou alimento contaminado. O diagnóstico laboratorial se faz pela identificação de cistos ou trofozoítos no exame direto de fezes ou identificação de trofozoítos no fluido duodenal, obtido através de aspiração.
Trofozoíto de Giardia lamblia Material: Fezes Exame Direto Fonte: Renê Arriero Shinma
Cisto de Giardia lamblia Material: Fezes Exame Direto Fonte: Renê Arriero Shinma
4.2 Ascaris lumbricoides
